BAB 1
A. Latar
Belakang
Kultur Jaringan adalah
teknik perbanyakan tanaman dengan cara mengisolasi bagian tanaman seperti daun,
mata tunas, serta menumbuhkan bagian-bagian tersebut dalam media buatan secara
aseptik yang kaya nutrisi dan zat pengatur tumbuh dalam wadah tertutup yang
tembus cahaya sehingga bagian tanaman dapat memperbanyak diri & bergenerasi
menjadi tanaman lengkap. Prinsip utamanya adalah perbanyakan tanaman dengan
menggunakan bagian vegetatif tanaman, menggunakan media buatan yang dilakukan
di tempat steril.
Teknik kultur jaringan pada saat ini telah berkembang menjadi teknik perkembangbiakan tanaman yang sangat penting pada berbagai spesies tanaman.
Teknik kultur jaringan pada saat ini telah berkembang menjadi teknik perkembangbiakan tanaman yang sangat penting pada berbagai spesies tanaman.
Teknologi ini dimulai
dengan spekulasi ilmuwan dari German bernama Haberlandt pada awal abad ke 20
tentang teori totipotensi. Haberlandt menyatakan bahwa setiap sel mampu tumbuh
dan berkembang menjadi tanaman normal jika dikulturkan pada nutrisi dan
lingkungan yang tepat.
Media merupakan faktor
penentu dalam perbanyakan dengan kultur jaringan. Komposisi media yang
digunakan tergantung dengan jenis tanaman yang akan diperbanyak. Media yang
digunakan biasanya terdiri dari garam mineral, vitamin, dan hormon. Selain itu,
diperlukan juga bahan tambahan seperti agar, gula, dan lain-lain. Zat pengatur
tumbuh (hormon) yang ditambahkan juga bervariasi, baik jenisnya maupun
jumlahnya, tergantung dengan tujuan dari kultur jaringan yang dilakukan. Media
yang sudah jadi ditempatkan pada tabung reaksi atau botol-botol kaca. Media
yang digunakan juga harus disterilkan dengan cara memanaskannya dengan
autoklaf.
Media merupakan faktor utama dalam
perbanyakan dengan kultur jaringan. Keberhasilan perbanyakan dan
perkembangbiakan tanaman dengan metode kultur jaringan secara umum sangat
tergantung pada jenis media. Media tumbuh pada kultur jaringan sangat besar
pengaruhnya terhadap pertumbuhan dan perkembangan eksplan serta bibit yang
dihasilkannya. Oleh karena itu, macam-macam media kultur jaringan telah
ditemukan sehingga jumlahnya cukup banyak. Nama-nama media tumbuh untuk eksplan
ini biasanya sesuai dengan nama penemunya. Media tumbuh untuk eksplan berisi
kualitatif komponen bahan kimia yang hampir sama, hanya agak berbeda dalam
besarnya kadar untuk tiap-tiap persenyawaan. Media dasar yang sering digunakan
dalam kultur jaringan Anthurium sendiri adalah media MS dan modifikasinya (
Pierik et al.,1974; Pierik dan Steegmans, 1976;Kunisaki, 1980; Kuenhle et al.,
1992; Chen et al; Hamidah et al., 1997; Teng, 1997;2 ; Rachmawati, 2005), media
Nitsch dan modifikasinya (Geir, 1986, 1987, 1988).
Pada umumnya komposisi utama media tanam kultur jaringan, terdiri dari hormon (zat pengatur tumbuh) dan sejumlah unsur yang biasanya terdapat di dalam tanah yang dikelompokkan ke dalam unsur makro, unsur mikro. Hasil yang lebih baik akan dapat kita peroleh bila, kedalam media tersebut, ditambahkan vitamin, asam amino, dan hormon, bahan pemadat media (agar), glukosa dalam bentuk gula maupun sukrosa, air destilata (akuades), dan bahan organik tambahan (Gunawan, 1992).
B. Rumusan
Masalah
Komponen apa sajakah yang digunakan
dalam media kultur jaringan?
C. Tujuan
Penulisan
Untuk mengetahui komponen yang digunakan
dalam media kultur jaringan.
D. Manfaat
Penulisan
Mengetahui komponen yang dugunakan dalam
media kultur jaringan
BAB
II
PEMBAHASAN
Komponsn yang Digunakan
dalam Media Kultur Jaringan
Pertumbuhan dan
morfogenesis dari kultur jaringan
tumbuhan dapat ditingkatkan dengan
sejumlah kecil dari beberapa nutrisi organik,
terutama vitamin
(Termasuk beberapa zat yang tidak masuk vitamin hewan), asam amino dan beberapa
suplemen.
1. Vitamin
Vitamin adalah senyawa yang dibutuhkan oleh hewan dalam
jumlah yang sangat kecil sebagai makanan tambahan. Tanpa
vitamin dapat menyebabkan keabnormalan
pertumbuhan dan perkembangan dan kondisi
yang tidak sehat.
persyaratan dari kultur
jaringan untuk menentukan jumlah bahan organik tertentu sebagai
suplemen seperti
buah jus, santan, ragi atau ekstrak malt dan hidrolisis kasein. Suplemen ini
dapat memberikan kontribusi vitamin, asam amino dan regulants pertumbuhan ke
media
kultur.
a. Pengembangan
vitamin campuran
Vitamin
yang paling sering digunakan dalam kultur jaringan adalah tiamin (Vit. B1),
asam nikotinat (Niacin) dan pyridoxine (B6 Vit.) terpisah dari tiga senyawa,
dan myo- ositol. vitamin, myo-inositol, thiamin, nikotinik asam, dan pyridoxine adalah bahan dari Murashige dan Skoog (1962)
dan telah digunakan dalam berbagai proporsi untuk kultur jaringan.
b. Senyawa
khusus
- Myo-inositol. Myo-inositol (juga kadang-kadang digambarkan sebagai meso-inositol atau i-inositol) adalah satu-satunya salah satu dari sembilan stereoisomer teoritis inositol yang memiliki kepentingan biologis yang signifikan. Inositol adalah konstituen ekstrak ragi dalam jumlah kecil mungkin juga terkandung dalam agar-agar komersial, Myo-inositol adalah konstituen alam kultur dan banyak sering dimasukkan ke alam fosfatidilkolin-inositol yang mungkin merupakan faktor penting dalam fungsi membran .
- Myo-inositol. Myo-inositol (juga kadang-kadang digambarkan sebagai meso-inositol atau i-inositol) adalah satu-satunya salah satu dari sembilan stereoisomer teoritis inositol yang memiliki kepentingan biologis yang signifikan. Inositol adalah konstituen ekstrak ragi dalam jumlah kecil mungkin juga terkandung dalam agar-agar komersial, Myo-inositol adalah konstituen alam kultur dan banyak sering dimasukkan ke alam fosfatidilkolin-inositol yang mungkin merupakan faktor penting dalam fungsi membran .
- Thiamine (Vit. B1, aneurine) di bentuk
tiamin pirofosfat, merupakan kofaktor penting dalam metabolisme karbohidrat dan
secara langsung terlibat dalam biosintesis beberapa asam amino. Tiamin ditemukan menjadi penting untuk
merangsang induksi kalus embriogenik dalam Zoysia japonica, sebuah rumput
rumput musim hangat dari Jepang (Asano et al, 1996.). Hal ini juga telah
terbukti merangsang perakaran adventif Taxus 1995). Bisa ada interaksi antara
tiamin dan pengatur pertumbuhan sitokinin
c. Vitamin
lainnya
Asam pantotenat. Asam
Pantotenat berperan penting dalam
pertumbuhan jaringan tertentu. vitamin lain terBukti telah diperoleh bahwa asam
folat memperlambat proliferasi jaringan dalam reaksi gelap, sementara
meningkatkan itu dalam reaksi terang.
Hal ini mungkin karena terhidrolisis dalam cahaya untuk asam p-aminobenzoic (PAB).
Dengan keberadaan auksin, PAB telah terbukti memiliki efek stimulasi
pertumbuhan lemah di kultur jaringan kultur . Riboflavin yang merupakan komponen berberapa
vitamin campuranbeberapa, telah ditemukan untuk menghambat pembentukan kalus
tetapi dapat meningkatkan pertumbuhan dan kualitas tunas (Drew dan Smith,
1986). Penindasan kalus pertumbuhan dapat berarti bahwa vitamin baik dapat
menghambat atau merangsang pembentukan akar pada stek
d. Suplemen
Penggunaan
suplemen telah perlahan-lahan menurun sebagai keseimbangan antara garam
anorganik dan sebagai dampak dari asam
amino dan zat pertumbuhan telah menjadi lebih dimengerti. Namun demikian
beberapa suplemen yang tidak pasti dan Komposisi variabel yang masih umum digunakan.
Keberhasilan budaya pertama jaringan kultur melibatkan penggunaan ekstrak ragi
e. Ekstrak
ragi
Ekstrak ragi (YE) jarang digunakan sebagai bahan media tanam
saat ini dibandingkan pada zaman dulu, ketika ditambahkan sebagai sumber asam
amino dan vitamin, terutama inositol dan tiamin (Vitamin B1) . Dalam media
hanya terdiri dari makro dan mikro, pemberian ekstrak ragi sering ditemukan
penting bagi jaringan pertumbuhan. Kandungan vitamin ekstrak ragi membedakannya
dari hidrolisat kasein (CH) sehingga dalam CH media atau asam amino saja,tidak
bisa menggantikan YE. asam amino seperti glisin, lisin dan arginin, dan vitamin
seperti thiamin dan nicotinic asam, bisa berfungsi sebagai pengganti YE, untuk
contoh dalam ertumbuhan akar tomat (Skinner dan Street, 1954), atau suspensi
sel gula tebu. Ekstrak ragi telah terbukti memiliki beberapa biasa sifat yang
mungkin berhubungan dengan asam amino konten
Ekstrak
ragi sekarang dibeli langsung dari kimia pemasok. Pada 1930-an dan 1940-an itu
disiapkan di laboratorium. Brink et al. (1944) dimaserasi ragi dalam air yang
kemudian direbus selama 30 menit dan, setelah pendinginan, bahan tepung dihapus
oleh sentrifugasi. Namun demikian, Robbins dan Bartley (1937) menemukan bahwa
komponen aktif ragi dapat diekstraksi dengan
etanol 80%.
f. Ekstrak
kentang
media
kentang terbukti lebih baik untuk kultur anther gandum musim semi dari sintetis
(N6) sedang (McGregor dan McHughen, 1990). Sopory et al. (1978) memperoleh
inisiasi embriogenesis dari antera ekstrak kentang pada kentang sendirian dan
Lichter (1981) menemukan hal bermanfaat untuk enambahkan 2,5 g / l ekstrak
kentang Difco ke media untuk Brassica napus kultur anter.
g. Ekstrak
malt.
Meskipun
tidak ada lagi yang umum digunakan, ekstrak malt tampaknya memainkan peran
tertentu dalam budaya Jeruk. Ekstrak malt, terutama sumber karbohidrat, adalah
ditunjukkan untuk memulai embriogenesis pada eksplan nucellar .
peran ekstrak di Citrus sinensis perbanyakan embrio somatik (Das et al, 1995.), Dan di lain Citrus sp. perkecambahan Ekstrak malt juga dipromosikan dari tahap awal embrio kotiledon timbul dari dalam vitro penyelamatan embrio zigotik jeruk asam (Carimi et al, 1998.). Ekstrak secara komersial tersedia dan digunakan pada tingkat 0,5 - 1 g / l. 120.
peran ekstrak di Citrus sinensis perbanyakan embrio somatik (Das et al, 1995.), Dan di lain Citrus sp. perkecambahan Ekstrak malt juga dipromosikan dari tahap awal embrio kotiledon timbul dari dalam vitro penyelamatan embrio zigotik jeruk asam (Carimi et al, 1998.). Ekstrak secara komersial tersedia dan digunakan pada tingkat 0,5 - 1 g / l. 120.
h. Pisang
Homogen buah pisang kadang-kadang
ditambahkan ke media untuk kultur anggrek bahwa hal itu mungkin membantu
menstabilkan pH medium
i.
Cairan yang memelihara
embrio
Cairan
yang hadir dalam kantung embrio belum menghasilkan buah dari Aesculus (misalnya
A. woerlitzensis) (Shantz dan Steward, 1956, 1964; Steward dan Shantz, 1959;
Steward dan Rao, 1970) dan Juglans regia (Steward dan Caplin, 1952) telah
ditemukan untuk memiliki efek meningkatkan pertumbuhan yang kuat pada beberapa
kultur jaringan kultur pada media sederhana.
j.
Air kelapa
Ketika ditambahkan ke auksin berisi
menengah, endosperm cair dari buah-buahan Cocos nucifera dapat menimbulkan sel
kultur untuk membelah dan tumbuh dengan cepat.
fluida adalah paling sering disebut sebagai santan, meskipun Tulecke et al. (1961) menyatakan bahwa yang benar istilah bahasa Inggris adalah 'kelapa air', karena istilah air kelapa juga Menggambarkan cairan putih diperoleh oleh kisi-kisi endosperm kelapa solid putih (yang 'Daging') dalam air dan ini umumnya tidak digunakan dalam kultur jaringan media. Cairan telah ditemukan memiliki beberapa aktivitas auksin yang meningkat autoklaf, mungkin karena setiap pertumbuhan tersebut zat yang ada dalam bentuk terikat dan dirilis oleh hidrolisis. Tapi walaupun kelapa susu dapat merangsang pertumbuhan beberapa dalam budaya vitro dalam ketiadaan auksin eksogen, biasanya mengandung sedikit ini jenis pengatur pertumbuhan dan tambahan eksogen pasokan umumnya diperlukan. Karena air kelapa mengandung sitokinin alami, menambahkannya ke media sering memiliki efek yang sama seperti menambahkan sebuah sitokinin diakui. Hal ini berarti bahwa menguntungkan berpengaruh terhadap pertumbuhan atau morfogenesis sering tergantung pada kehadiran sebuah auksin. Segar dan santan diautoklaf dari acang matang memiliki terbukti menghambat pertumbuhan atau morfogenesis (Noh et al, 1988). dalam beberapa kasus. Hal ini tidak diketahui yang bahan menyebabkan terhambatnya namun pertumbuhan embrio berbudaya tampaknya terutama bertanggung jawab untuk dicegah, menunjukkan bahwa senyawa yang bertanggung jawab mungkin faktor alam dormansi-merangsang seperti asam absisat.
fluida adalah paling sering disebut sebagai santan, meskipun Tulecke et al. (1961) menyatakan bahwa yang benar istilah bahasa Inggris adalah 'kelapa air', karena istilah air kelapa juga Menggambarkan cairan putih diperoleh oleh kisi-kisi endosperm kelapa solid putih (yang 'Daging') dalam air dan ini umumnya tidak digunakan dalam kultur jaringan media. Cairan telah ditemukan memiliki beberapa aktivitas auksin yang meningkat autoklaf, mungkin karena setiap pertumbuhan tersebut zat yang ada dalam bentuk terikat dan dirilis oleh hidrolisis. Tapi walaupun kelapa susu dapat merangsang pertumbuhan beberapa dalam budaya vitro dalam ketiadaan auksin eksogen, biasanya mengandung sedikit ini jenis pengatur pertumbuhan dan tambahan eksogen pasokan umumnya diperlukan. Karena air kelapa mengandung sitokinin alami, menambahkannya ke media sering memiliki efek yang sama seperti menambahkan sebuah sitokinin diakui. Hal ini berarti bahwa menguntungkan berpengaruh terhadap pertumbuhan atau morfogenesis sering tergantung pada kehadiran sebuah auksin. Segar dan santan diautoklaf dari acang matang memiliki terbukti menghambat pertumbuhan atau morfogenesis (Noh et al, 1988). dalam beberapa kasus. Hal ini tidak diketahui yang bahan menyebabkan terhambatnya namun pertumbuhan embrio berbudaya tampaknya terutama bertanggung jawab untuk dicegah, menunjukkan bahwa senyawa yang bertanggung jawab mungkin faktor alam dormansi-merangsang seperti asam absisat.
2. Asam
Organik
Asam organik mempunyai tiga peran di
dalam media
kultur tumbuhan, yakni
– Berguna
untuk meningkatkan ketersediaan beberapa mikronutrients.
– Sebagai
penyangga medium terhadap perubahan Ph.
– Sebagai
bahan gizi.
a. Penggunaan
sebagai penyangga
Bahwa beberapa asam organik
dan garam-kalium atau sodium menstabilkan pH tanaman hydroponic ( Trelease Dan
Trelease, 1933) atau pada media in vitro ( Van Overbeek et Al., 1941, 1942;
Arnow et Al., 1953). Norstog Dan Smith ( 1963) telah menemukan 100 mg/l asam
malat yang bertindak sebagai penyangga efektif di dalam medium untuk kultur
embrio dan juga nampak untuk peningkatkan pertumbuhan.
1. Komplek
dengan logam
Asam
organik seperti citrat,
malat, malonic yang ditemukan di
getah xylem dari tanaman. Dimana bersama - sama dengan asam amino pada tanaman, dapat kompleks
dengan ion logam dan membantu pengangkutan tanaman
tersebut ( White et Al., 1981).
2. Jenis
nutrisi
Penambahan asam organik siklus krebs
kepada medium dapat tingkatkan metabolisme NH4+ . Beberapa Tumbuhan
nampak untuk memperoleh manfaat gizi dari asam organik tertentu . Murashige dan Tucker (
1969) menunjukkan bahwa sari jeruk yang ditambahkan ke medium yang berisi garam
MS menunjukkan pertumbuhan kalus. Malat dan asam siklus kreb
yang lain juga mempunyai suatu efek serupa; tentang ini, asam sitrat
menghasilkan rangsangan pertumbuhan.
Tanaman sukulan, khususnya mereka yang
keluarga Crassulaccae, seperti Bryophyllum Dan Kalanchoe
mengambil sejumlah karbondioksida yang besar selama keadaan gelap, mengubah itu
ke dalam asam organik, yang mana asam malat adalah sangat penting. Asam organik
mengalami metabolisme selama waktu terang. Dalam tumbuhan yang demikian, asam
malat dapat diharapkan untuk membuktikan tingkat efisien pertumbuhan jika
ditambahkan untuk suatu medium kultur.
3. Gula
– Menutrisi dan dampak regulasi
Karbohidrat memainkan peran penting dalam
kultur in vitro sebagai energi dan sumber karbon, serta
osmotik. Selain itu, karbohidrat memodulasi ekspresi gen pada kultur (Koch, 1996).
a. Gula
sebagai sumber energy
·
karbohidrat autotrof
Sel autotrophic mampu
sepenuhnya memasok kebutuhan karbohidrat dan asimilasi gas asam arang mereka sendiri selama fotosintesis (Bergmann, 1967; Tandeau de Marsac
dan Peaud-Lenoel, 1972a, b; Chandler et al, 1972;. Anon, 1980;Larosa et al,
1981). Banyak kultur autotrophic hanya mampu tumbuh relatif lambat (mis.Fukami
dan Hildebrandt, 1967) terutama pada suasana di mana konsentrasi karbon
dioksida rendah.
b. Alternative
sukrosa
·
Gula lainnya
Beberapa penemuan pertama pada beberapa macam nutrisi karbohidrat pada jaringan
tanaman dilakukan oleh Gautheret (1945) menggunakan jaringan
wortel. Sukrosa ditemukan menjadi sumber terbaik karbon diikuti
oleh glukosa, maltosa dan raffinose, fruktosa kurang efektif dan mannose maupun
laktosa adalah yang paling cocok.
Beberapa
monosakarida lain seperti arabinose dan xylose; disakarida seperti selobiosa,
maltosa dan trehalosa, dan beberapa polisakarida, semua mampu dipecah menjadi
glukosa dan fruktosa (Tabel 4.2), juga dapat kadang-kadang digunakan sebagai
parsial pengganti sukrosa (Straus dan LaRue,1954; Sievert dan Hildebrandt,
1965; Yatazawa et al,.1967; Smith dan Stone, 1973; Minocha dan Halperin, 1974;
Zaghmout dan orres, 1985).
Galaktosa telah
dikatakan paling beracun bagi jaringan tumbuhan, menghambat pertumbuhan anggrek dan kultur
lainnya pada konsentrasi terendah 0,01% (0,9 mM)(Ernst et al, 1971; Arditti dan
Ernst, 1984.). Namun, sel-sel bisa beradaptasi dan tumbuh pada galaktosa, misalnya,
sel-sel tebu (Maretzski dan Thom, 1978). kuncinya adalah induksi dari enzim galaktosakinase, yang
mengubah galaktosa menjadi galaktosa-1-fosfat
Ada beberapa situasi
dimana fruktosa mendukung pertumbuhan sama seperti sukrosa atau glukosa
(Steffen et al., 1988) dan kadang-kadang memberikan hasil yang lebih baik.
Namun, fruktosa dilaporkan menjadi racun bagi
jaringan wortel, jika sebagai satu-satunya sumber karbon, itu
diautoklaf dengan media White A (1943a) . Ketika filter steril, fruktosa
mendukung pertumbuhan kultur kalus yang memiliki berat akhir 70% dari mereka
yang ditanam di sukrosa (Pollard et al, 1961.).
Keunggulan umum dari
sukrosa dari pada glukosa untuk kultur
jaringan tumbuhan
diorganisir seperti akar terisolasi yang mungkin lebih efektif translokasi sukrosa untuk meristem apikal
(Butcher dan Street, 1964).
Maltosa menyebabkan peningkatan substansial dalam somatik
embrio dari kepala putik bunga Petunia (Raquin, 1983). Ini juga menyebabkan peningkatan induksi
kalus dan regenerasi planlet selama di in vitro. Kinnersley dan Henderson (1988) telah menunjukkan bahwa sirup jagung tertentu dapat digunakan sebagai sumber karbon dalam
media kultur dan bahwa mereka tidak boleh
mempengaruhi morfogenesis
Maltosa juga meningkat induksi kalus pada kultur
mikrospora padi, dengan percepatan
divisi sel awal (Xie et al, 1995.).
·
Gula alcohol
Gula
alkohol dianggap biasanya tidak dimetabolisme oleh kultur
jaringan dan oleh karena itu
tidak tersedia sebagai sumber karbon.
Dalam keadaan ini sukrosa,
cukup juga harus hadir untuk memasok kebutuhan energi dari jaringan.
Menambahkan baik manitol atau sorbitol untuk medium dapat membuat boron
tidak tersedia.
Selain menjadi
metabolisme untuk berbagai tingkat kultur heterotrofik, seperti tembakau, jagung, beras, jeruk dan
chichory, gula alkohol merangsang molekul tertentu dan tanggapan
fisiologis, di mana mereka tampaknya
bertindak sebagai sinyal kimia.
·
Pati
Kultur
sel dari beberapa kultur mampu memanfaatkan pati dalam media
pertumbuhan dan tampaknya melakukannya dengan pelepasan amilase ekstraseluler
(Nickell dan Burkholder, 950). Tingkat pertumbuhan kultur ini adalah meningkat dengan penambahan asam giberelat,
mungkin karena meningkatkan sintesis atau sekresi enzim amilase (Maretzki et
al, 1971, 1974.).
c. Hidrolisis
sukrosa
Gula
dikhususkan terhadap efek nyata dari konsentrasi sukrosa terhadap diferensiasi
sel dan morfogenesis.
·
Autoklaf
Sebuah hidrolisis parsial dari
sukrosa berlangsung selama dengan media autoklaf (Ball, 1953; Wolter dan Skoog,
1966) sejauh yang lebih besar bila senyawa ini dilarutkan bersama-sama dengan
media konstituen lain daripada ketika larutan berair murni diautoklaf (Ferguson
et al, 1958.).
Bretzloff (1954) menemukan bahwa
inversi sukrosa selama autoklaf (15 menit pada 15 lbs/in2) tergantung pada pH
dengan cara berikut:
pH 3,0 100%
pH 3.4 75%
pH 3,8 40%
pH 4.2 25%
pH 4,7 12,5%
pH 5,0 10%
pH 6,0 0%.
Hasil ini
menunjukkan bahwa proporsi sukrosa dihidrolisis oleh media autoklaf pada pH
konvensional (5,5-5,8) harus diabaikan. Sebagian besar bukti menunjukkan bahwa
hal ini tidak terjadi dan bahwa sukrosa 10-15% dapat dikonversi menjadi glukosa
dan fruktosa. Kultur dari beberapa kultur tumbuh lebih baik di media yang
mengandung autoklaf dari pada sukrosa (Ball, 1953; Guha dan Johri, 1966;
Johri dan Guha, 1963; Verma dan Van Huystee, 1971; White, 1932) menunjukkan bahwa sel-sel memanfaatkan dari ketersediaan glukosa dan / atau fruktosa.
Johri dan Guha, 1963; Verma dan Van Huystee, 1971; White, 1932) menunjukkan bahwa sel-sel memanfaatkan dari ketersediaan glukosa dan / atau fruktosa.
·
Gangguan enzimatik
Sukrosa dalam medium
juga terbalik ke monosakarida selama kultur in vitro pada tumbuhan. Hal ini
terjadi oleh aksi invertase terletak di dinding sel tumbuhan (Burstrom, 1957;
Yoshida dkk, 1973). Atau dengan pelepasan ekstraselular enzim (King dan Street,
1977).
Dalam kebanyakan
kultur, inversi sukrosa menjadi glukosa dan fruktosa mengambil tempat dalam
medium, tetapi, karena sekresi enzim invertase bervariasi, sejauh yang terjadi
berbeda dari satu jenis kultur yang lain.
d. Penyerapan
Penyerapan molekul gula
pada kultur jaringan tampaknya sebagian melalui perembesan pasif dan sebagian
melalui transpor aktif. Luasnya dua mekanisme dapat bervariasi.
e. Konsentrasi
efektif
Konsentrasi optimum
sukrosa untuk mendorong morfogenesis atau pertumbuhan berbeda antara yang
berbeda genotipe, kadang-kadang mereka yang terkait erat.
Eksperimen dari Molnar
(1988) menunjukkan bahwa tingkat optimum sukrosa mungkin tergantung pada apa
tambahan lain ke medium. Paling
cepat pertumbuhan suspensi Brassica nigra pada MS berisi garam (tapi kurang
besi dan B5 vitamin) terjadi ketika sukrosa 2%
ditambahkan.
Tingkat sukrosa dalam
media mungkin langsung berpengaruh pada jenis morfogenesis. Dengan demikian,
sukrosa (87 mM) disukai organogenesis, sementara tingkat yang lebih tinggi (350
mM) disukai somatik embriogenesis dari embrio zigotik.(Jeannin et al, 1995.).
·
Diferensiasi sel.
Meskipun gula jelas
terlibat dalam diferensiasi xilem dan unsur-unsur floem dalam kultur sel, itu
masih jelas apakah mereka memiliki peran regulasi terpisah dari
menyediakan sumber energi karbon yang diperlukan untuk metabolisme sel aktif. Sukrosa
umumnya diperlukan untuk hadir di samping IAA sebelum trakeid dibedakan dalam
kultur jaringan.; Rier dan Beslow (1967)] tergantung pada konsentrasi sukrosa
(Aloni, 1980). Dalam Helianthus tuberosus, meskipun sukrosa, glukosa dan
trehalosa yang terbaik untuk mendukung pembelahan sel dan pembentukan trakeid,
maltosa adalah sumber karbon yang efektif (Minocha dan Halperin, 1974).
Cymbidium
protocorms mengandung klorofil tinggi hanya jika
mereka yang dibudidayakan pada media yang mengandung 0,2-0,5% sukrosa. Derajat
hijau mereka menurun cepat ketika mereka tumbuh pada sukrosa lebih tinggi dari
ini (Vanséveren-Van konsentrasi Espen, 1973).
Sejumlah kecil
fotosintesis dapat dilakukan oleh kultur tunas
menyediakan konsentrasi tinggi sukrosa. Fotosintesis tanaman mawar
meningkat ketika mereka dewasa awalnya pada 20 atau 40 g / l sukrosa yang turun
menjadi 10 g / l subkultur berturut -
turut (Langford dan Wainwright, 1987). Peningkatan fotosintesis terjadi ketika
sukrosa dihilangkan dari media planlet yang tumbuh (Short et al., 1987),
f. Akumulasi
pati dan morfogenesis
·
Deposisi pati
sebelum morphogenesis
Sel-sel kalus dan suspens kultur
umumnya pati terakumulasi dalam plastida mereka dan itu adalah lazim dalam sel
pada fase stasioner.
Akumulasi pati lebih mudah
terjadi dalam sel primordia. pati yang dihasilkan dari sukrosa yang disertakan
dalam kultur media (Thorpe et al., 1986).
·
Morfogenesis tanpa
pengendapan pati
Sel kultur lain yang
memulai organ tidak selalu menumpuk pati
sebagai awal untuk morfogenesis.
sebagai awal untuk morfogenesis.
Pengendapan pati diamati sebagai
manifestasi awal organogenesis dalam embrio Pinus coulteri(Patel dan
Berlyn, 1983), tetapi tidak pada Picea abies (Von Arnold, 1987).
Meskipun embrio zigotik dari spesies yang terakhir segra membentuk pati
(khususnya korteks sel di kloropas) ketika mereka ditempatkan pada medium yang
mengandung sukrosa.
4. EFEK OSMOTIK
TERHADAP MEDIA TERLARUT
Di samping mempunyai efek terhadap
kemurnin nutrisi, kandungan gula dan garam yang memilki susunan jaringan tidak
teratur pada meri kultur, dapat mempengaruhi sel tumbuhan untuk menumbuhkan
alat-alat osmosis.Dalam suatu diskusi kebanyakan menyetujui pengaruh dari
keadan ini.seperti telah banyk di terangkan dalam beberapa dokumen, bahwa
penyebab timbulnya osmosis adalah adanya gula.
4.1. OSMOTIC DAN POTENSIAL AIR:
SECARA UMUM
PENGENALAN
Pergerakan Air ke dalam dan ke luar
dari suatu sel tumbhan, diatur oleh sutu membran semi permeable yang dapat
menyaring unsur yang akan masuk ke dalam internal dan yang keluar ke eksternal,
dengan kemampuan menekan yang dimliiki oleh didnding sel dengan kemampuan
menekannya.Untuk menggambarkan kemampuan masing-masing lapiasan telah berubah
beberapa tahun terakhir, dan istilah kedua-duanya baru ditemukan dalam
literatur kultur jaringan, uraian ringkas yang berikut boleh membantu
pembaca.Penjelasan lebih terperinci banyak ditemukan dalam buku pelajaran
tentang ilmu fisiologi tumbuhan
Di dalam konsep yang lebih dulu,
sel diibaratkan untuk megambil air dengan cara menghisap. ( yaitu. dengan
penggunaan suatu tekanan negatif ) yang dapengaruhi oleh konnsebtrasi zat dalam
sel. Daya serap atau tekanan hisap (SP) diartikan sebagai itu sebagai hasil
tekanan osmotis cairan sel ( OPCS) berkurangnya tekanan osmotis cairan ekstra
seluler ( OPEXT), dan tekanan tersebut menggunakan terpasang, dan meregangkan
dinding sel yang disebut tekanan turgor. Disebut begitu karena turgor meruoakan
saat sell mengalami penggembungan bengkak. Ini mungkin karena hanya penyamaan
saja.
SP = (OPcs - OPext) – TP
SP = OPcs - (OPext + TP).
Definisi ini yang dipikirkan oleh
ahli tumbuhan, tidaklah memuaskan secara termo-dinamis sebab harus
dipertimbangkan bahwa air untuk perpindah selalu bergerak ke bawah menurut
suatu energi gradien , dan kehilangnya energi ketika itu terjadi. Istlah
potensial air sekarang digunakan sebagai pemaknaan potensi osmotik. Ketika pada
saat potensial air sesungguhnya adalah nol hal itu dapat menyebabkan subtansi
menjadi berkurang. Cairan memiliki potenial osmotik.. air bergerak daerah
tekanan tinggi ke daerah yang memilki tekanan lebih rendah. Kedua-Duanya
tekanan osmotis dan potensi osmotic digunakan sebagai terminologi di (dalam)
literatur kultur jaringan dan merupakan padanan kalau tidak mereka adalah
kebalikannya. Secara termo-dinamis tekanan turgor sel dianggap sebagai suattu
hal yang positif (p). Potensi Air suatu adalah sepadan dengan penjumlahan
tentang keseluruhan osmotic dan tekanan
potensial ditambah kekuatam pengikatan air di dalam microcapillaries atau harus
mengacuan dengan matriks dinding sel (m).
Ψ cell = Ψs + Ψp + Ψm
Pernyataan yang terbaru tentang
tekanan pengisapan yang lebih tua konsep kemudian bahwa perbedaan di dalam
potensi air yaitu arah pergerakan air
antara satu sel dengan cairan yang berpindah yaitu :
ÄØ = (Øsinside cell – Øsoutside cell)
– Øp or
ÄØ = Ø cell – Øðoutside
and when ÄØ = 0 (at equilibrium)
Øðoutside = Ø cell
‘ A’ dan ‘ B’, dari potensi air yang berbeda , dirumuskan dengan:
ΔΨ = Ψ cellA – ΨcellB
arah pergerakan osmsis menuju ke
arah potensi air yang semakin negatif.
Tekanan potensi Osmotic pada
larutan ditentukan oleh konsentrasi jenis zat dan oleh temperatur. Potensi Air
suatu medium kultur jaringan tumbuhan (Ψtcm)
adalah setara dengan osmotic potensi campuran yang dihancurkan (Ψs).
Tidak ada tekanan yang potensial kecuali , jika mereka ditambahkan, unsur
seperti agar dan Gelrite menyokong suatu potensi matrikulasi (Ψm): Ψtcm = Ψs +
Ψm
Tekanan osmotis dan potensial air
di/terukur dengan ukuran tekanan baku seperti :
1 bar = 0.987 atm
= 10 6
dynes cm–2
= 105 Pa (0.1 MPa = 1 bar).
Sedangkan molaritas digambarkan
sebagai jumlah mol suatu unsur di (dalam) satu ukuran metrik suatu larutan (
yaitu. satu ukuran metrik solusi memerlukan kurang dari satu ukuran metrik
bahan pelarut), molalitas adalah banyaknya mol setiap kilogram bahan pelarut,
dan seperti itu, tidak sama dengan osmotic potensi ( osmolalas, yang di/terukur
unit tekanan) adalah tidak terikat pada temperatur. Maka adalah [yang] lebih
menyenangkan untuk memberi pengukuran tekanan osmotis di (dalam) osmolalas
unit. Osmole ( Osm) digambarkan sebagai:
“Unit osmolalas suatu unsur yang
menggunakan suatu tekanan osmotis sepadan dengan itu dari suatu ideal
nondissociating unsur yang mempunyai yang
konsentrasi mol zat stiap kilogram bahan pelarut.”
Osmolalas suatu zat melemahkan
larutan suatu unsur yang tidak memisahkan ke dalam ion, akan menjadi sama
halnya molalitas nya ( yaitu. g jumlah molseriap kilogram bahan pelarut).
Osmolalas suatu zat terlarut yang lemah adalah suatu larutan garam, atau garam
-garaman, yang mempunyai dengan sepenuhnya dissociated ke dalam ion, akan sama
molalitas totalnya dengan ion itu.
Osmotic potensi melemahkan larutan
mendekati ke penyamaan Van’T Hoff’S ; Ψ = -cRT; di mana
C = konsentrasi larutani (dalam)
mol/litre;
R= konstanta gas dan
T= temperatur di (dalam) ° K
Dari persamaan di atas, pada 0°C satu liter
suatu larutanberisi 1 mol dari suatu campuran undissociated, atau 1 mol ion,
bisa diharapkan untuk mempunyai suatu osmolalas 1 Osm/Kg, dan suatu potensial
osmotic ( air) .
Ψ=
-1 (mole) x 0.082054 (atm /mole/°C)
x 273.16 (°K) = - 22.414 atm
Seperti itu, walaupun dalam praktek
Van’T Hoff Penyamaan harus dikoreksi oleh osmotic koefisien, Φ:
Ψ = − Φ cRT (Lang, 1967),
Adalah mungkin untuk memberi
mendekati figur untuk mengubah osmolalas ke dalam osmotic unit tekanan
potensial. Ini ditunjukkan Tabel 4.3. [Tabel;Meja] ini dapat juga digunakan
untuk perkiraan osmotic potensi nondissociating molekul seperti gula atau
mannitol.
Dengan
begitu pada 25°C, 30 g/l sucrose beratnya molekular 342.3. perlukah menggunakan
suatu potensi osmotic:
-2.4789
x 30 / 342,3 = −0.217 Mpa. Potensiial pengamatan -0.223 Mpa (Table 4.4).
Suatu definisi. Osmotic subtansi –
snbtansi larutan dapat sukar untuk menguraikan tanpa pencanpuran. Dalam buku
ini, penambahan zat terlarut pada suatu bahan pelarut membuat tekanan osmotic
atau potensi air menjadi lebih negatif, hanyalah buatan osmolalaslarutan meningkat lebih
positif, telah dikatakan untuk mengurangi osmotic potensi larutan. medium MS
(MICROSOFT) yang berisi 3% sucrose ( osmolalas, ca. 186 mOsm/kg; ca. - 461 kPa
pada 25°C) dengan begitu diuraikan seperti mempunyai;nikmati suatu air lebih
rendah potensial dibanding medium [dari;ttg] Putih ( 1954) yang dilampirkan
dengan 2% sucrose ( osmolalas, ca. 78 mOsm/kg; ca. - 193 kPa pada 25°C).
Tabel
4.3 Faktor dengan osmolalalitas ( Osm/Kg) harus dikalikan untuk menaksir suatu
padanan osmotic potensial memaksa unit.
4.2. POTENSIAL OSMOTIC KULTUR JARINGAN
4.2.1. Total Osmotic Potensial
Jaringan
Hampir keseluruhan potensial
osmotic suatu medium dalam kaitan dengan unsur yang dihancurkan, dapat
dirumuskan
Ψs = Ψ smacronutrients + Ψssugars
Pada saat 3% w/v gula ditambahkan
ke dalam media Murashige Dan Skoog ( 1962), osmolalitas suatu saringan
persiapan sterilised naik dari 0.096 untuk 0.186 Osm/Kg dan pada 25°C, osmotic
potensi medium ber/kurang dari - 0.237 untuk - 0.460 MPA. Gula memiliki
pengaruh begitu besar untuk sebagian besar kewajaran potensial osmotic media kultur tumbuhan. Bahkan tanpa
pembalikan ke monosaccharides, penambahan 3% w/v sucrose adalah yang bertanggung
untuk lebih empat per lima untuk total potensial osmotic Putih ( 1954).
Kontribusi
Gelling Agen.
Potensial Air dari media seleloid
dengan 'gel' agar-agar kan lebih negatif dibandingkan dengan suatu medium
cairan, dalam kaitan dengan potensi matrikulasi mereka, tetapi komponen ini
mungkin secara relatif kecil ( Amador Dan Stewart, 1987). Di dalam bagian yang
berikut, potensi matrikulasi media semi-solid yang berisi ca. 6 g/l agar telah
diasumsikan untuk;menjadi - 0.01 MPA pada 25°C, tetapi [sebagai/ketika]
menambahkan agar ekstra ke media membantu ke arah mencegah hyperhydricas,
adalah mungkin bahwa ini sedikit tidak diperhitungkan.
Kontribusi
garam nutrient
Ion – ion garam tersusun tidak
teratur saat berpisah dilarutkan air, sehingga potensial air dari larutan garam
(terutama larutan lemah) tidak tergantung pada molalitas ( atau molarasitas )
dari tentang campuran terpisahkan , tetapi pada di atas molalitas (molarasitas)
tentang ion tersebut.Dengan begitu suatu larutan KCL dengan suatu molalitas
0.1, akan mempunyai suatu osmolalasi yang secara teoritis 0.2, sebab solusi
[itu] memisahkan ke dalam 0.1 ion K+ dan 0.1 ion Cl–. Osmolalitas suatu solusi
larutan garam yang dicampur adalah bergantung pada total molalitas ion di dalam
larutan.
Pemisahan tidak mungkin lengkap,
terutama ketika beberapa campuran berbeda dihancurkan bersama-sama seperti di
media kultur tumbuhan, yang mana suatu alasan lebih lanjut memprediksi
potensial air yang dihitung mungkin tidak tepat/tidak jelas. Dalam praktek,
osmotic potensi harus ditentukan oleh pengukuran nyata dengan suatu osmometer.
Dengan jelas meskipun [demikian], osmotic potensi suatu medium kultur
dihubungkan dengan konsentrasi solutes, terutama sekali macronutrients dan
gula.
Garam anorganik tersusun tidak
teratur di dalam media nutrint, macronutrients menyokong paling besar terhadap potensial akhir osmotic air oleh
karena konsentrasi lebih besar. Osmolalitas dari ini secara relatif melemahkan
larutan yang serupa terhadap osmolarasi total ion yang konstituen pada 0°C, dan
diperkirakan dapat mempengaruhi dari total molaras macronutrient ion. Dengan
begitu berdasar pada macronutrient komposisi nya, suatu cairan Murashige Dan
Skoog ( 1962) medium ( tanpa gula) dengan suatu total macronutrient konsentrasi
ion 95.75 mM, akan mempunyai suatu osmolalas ca. 0.0958 osmoles ( Osm) saban
kilogram bahan pelarut air ( 95.8 mOsm/kg), pada 25°C, suatu osmotic potensi
ca. 0.237 MPA ( 237 kPa). Perkiraan osmolalas Tabel 4.4 Osmolalas dan osmotic
potensi sucrose solusi pada konsentrasi berbeda.
Kontribusi gula.
Osmolalitas dan potensial osmotic
larutan gula dapat dibaca dari Tabel 4.6. daiantaranya mannitol dan sorbitol
larutan yang hamper sama molaritasnya akan dapat diperbandingkan. Pada
konsentrasi yang atas 3% w/v, potensial osmotic larutan gula adalah dekat dengan
molarasitasnya. Itu akan dilihat bahwa potensial osmotic larutan gula di dalam
MPA) tentang larutan gula pada 25°C dapat dengan kasar diperkirakan dengan perkalian [itu]% weight/volume konsentrasi
oleh - 0.075: nya monosaccharides fructose, glukosa, mannitol dan sorbitol yang
mempunyai suatu bobot molekular yang kira-kira 0.52 kali itu sucrose, lebih
lanjut dengan perkalian dengan - 0.14.
Bila ada sucrose di dalam suatu
medium menjadi hydrolysed ke dalam monosaccharides, osmotic potensi komponen
gula yang dikombinasikan (sucrose+ glukosa+ fructose),(ssugars),akan jadi lebih
rendah (lebih negatif) dibanding akan diperkirakan dari Tabel 4.5. Efek dapat
dilihat di Tabel 4.6. Dari data ini tampaknya 40-50% tentang sucrose yang
ditambahkan ke medium MS (MICROSOFT) oleh Lazzeri et Al. ( 1988) telah dipecah
ke dalam monosaccharides selama yang autoclaving. Hidrolisis sucrose oleh
invertase plant-derived enzim akan juga mempunyai suatu efek serupa pada [atas]
osmotic potensial. Dalam beberapa kultur pengasingan, semua sucrose sisa[nya]
medium dibalikkan di dalam 24 h. Suatu sucrose [yang] dibalikkan solusi ingin
mempunyai hampir menggandakan potensi yang negatif solusi yang asli, tetapi
ketika penampilan glukosa dan fructose oleh hidrolisis enzymatic [yang] pada umumnya
terjadi secara bersamaan dengan pengambilan gula oleh jaringan, itu akan
cenderung untuk mempunyai suatu menstabilkan efek pada [atas] osmotic potensial
sepanjang jalan lintasan suatu kultur. Pengukuran yang dilaporkan osmolalas
medium MS (MICROSOFT) yang berisi 3% sucrose, setelah yang autoclaving
BAB III
PENUTUP
A. Kesimpulan
Kebutuhan nutrisi mineral untuk
tanaman yang dikulturkan secara in-vitro pada dasarnya sama dengan kebutuhan
hara tanaman yang ditumbuhakan di tanah. Unsur-unsur hara yang dibutuhkan
tanaman di lapangan merupakan kebutuhan pokok yang harus tersedia dalam media
kultur jaringan. Antara lain adalah unsur hara makro dan unsur hara mikro.
Unsur-unsur hara tersebut diberikan dalam bentuk garam-garam mineral. Komposisi
media dan perkembangannya didasarkan pada pendekatan masing-masing peneliti
(Gunawan, 1992).
Vitamin yang paling sering
digunakan dalam media kultur jaringan tanaman adalah thiamine (vitamin B1),
nicotinic acid (niacin), pyridoxine (vitamin B6). Thiamine merupakan vitamin
yang esensial dalam kultur jaringan tanaman karena thiamine mempengaruhi
pertumbuhan dan perkembangan sel. Vitamin C, seperti asam sitrat dan asam
askorbat, kadang-kadang digunakan sebagai antioksidan untuk mencegah atau
mengurangi pencoklatan atau penghitaman eksplan.
Mio-Inositol atau meso-insitol
sering digunakan sebagai salah satu komponen media yang penting, karena
terbukti bersinergis dengan zat pengaturtumbuh merangsang pertumbuhan jaringan
yang dikulturkan (Yusnita, 2004).
Dalam media kultur jaringan, asam
amino merupakan sumber nitrogen organik. Namun sumber N organik ini jarang
ditambahkan dalam media kultur jaringan, karena sumber sumber nitrogen utamanya
sudah tersedia dari NO3- dan NH4+. Asam amino yang sering digunakan adalah
glisin, lysin dan threonine. Penambahan glisin dalam media dengan konsentrasi
tertentu dapat melengkapi vitamin sebagai sumber bahan organik (Yusnita, 2004).
Gula digunakan sebagai sumber
energi dalam media kultur, karena umumnya bagian tanaman atau eksplan yang dikulturkan
tidak autotrof dan mempunyai laju fotosintesis yang rendah. Oleh sebab itu
tanaman kultur jaringan membutuhkan karbohidart yang cukup sebagai sumber
energi. Menurut Gautheret dalam Gunawan (1992), sukrosa adalah sumber
karbohidrat penghasil energi yang terbaik melebihi glukosa, maltosa, rafinosa.
Namun jika tidak terdapat sukrosa, sumber karbohidrat tersebut dapat digantikan
dengan gula pasir. Gula pasir cukup memenuhi syarat untuk mendukung pertumbuhan
kultur. Selain sebagai sumber energi, gula juga berfungsi sebagai tekanan
osmotik media.
B. Saran
- Dalam
pelaksanaan kultur jaringan hendaknya disesuaikan dengan media yang sesuai
dengan tanaman.
- Hendaknya
ditingkatkan penelitian tentang media kultur jaringan agar didapatkan suatu
tanaman dengan suatu media yang cocok, mengingat peran media sangatlah penting
dalam kegiatan kultur jaringan.
