Kamis, 02 Oktober 2014

PEMBUATAN NATA DARI LIMBAH KULIT PISANG


BAB I
PENDAHULUAN

1.1. Latar Belakang
Nata adalah serat yang berbentuk seperti gel yang dibuat dengan memanfaatkan kerja bakteri Acetobacter xylinum. Asam cuka dan pupuk ZA berfungsi untuk media hidup bagi bakteri Acetobacter xylinum. Bakteri ini membutuhkan nitrogen dari pupuk ZA dan keasaman dari cuka. Acetobacter xylinum inilah yang nanti akan membentuk nata. Bakteri ini termasuk genus Acetobacter yang memiliki sifat gram negatif, aerob dan berbentuk batang pendek atau kokus.
Untuk membuat nata, dapat digunakan bahan-bahan yang lain seperti kulit pisang atau jus buah-buahan yang mengandung gula. Dalam media cair tersebut bakteri akan tumbuh dan menghasilkan suatu lapisan yang dikenal dengan “nata”.
Metode yang dilakukan adalah mengadakan kerjasama dengan sektor usaha kecil yang memanfaatkan buah pisang, misalnya : usaha gorengan, pabrik roti isi pisang, pabrik kripik pisang, dan lain-lain. Setelah kulit pisang diperoleh, lalu kulit pisang diolah menjadi nata.
Nata de Banana merupakan makanan pencuci mulut (desert). Nata de Banana adalah makanan yang banyak mengandung serat, mengandung selulosa kadar tinggi yang bermanfaat bagi kesehatan dalam membantu pencernaan.
Kadungan kalori yang rendah pada Nata de Banana merupakan pertimbangan yang tepat produk Nata de Banana sebagai makan diet. Dari segi penampilannya makanan ini memiliki nilai estetika yang tinggi, penampilan warna putih agak bening, tekstur kenyal, aroma segar. Dengan penampilan tersebut maka nata sebagai makanan desert memiliki daya tarik yang tinggi. Dari segi ekonomi produksi nata de banana menjanjikan nilai tambah. Pembuatan nata yang diperkaya dengan vitamin dan mineral akan mempertinggi nilai gizi dari produk ini.
Nata de Banana dibentuk oleh spesies bakteri asam asetat pada permukaan cairan yang mengandung gula, sari buah, atau ekstrak tanaman lain. Beberapa spesies yang termasuk bakteri asam asetat dapat membentuk selulosa, namun selama ini yang paling banyak dipelajari adalah Acetobacter xylinum. Bakteri Acetobacter xylinum termasuk genus Acetobacter. Bakteri Acetobacter xylinum bersifat Gram negatip, aerob, berbentuk batang pendek atau kokus.
Pemanfaatan limbah pengolahan pisang berupa kulit pisang merupakan cara mengoptimalkan pemanfaatan buah pisang. Limbah kulit pisang cukup baik digunakan untuk substrat pembuatan Nata de Banana. Dalam kulit pisang terdapat berbagai nutrisi yang bisa dimanfaatkan bakteri penghasil Nata de Banana. Nutrisi yang terkandung dalam kulit pisang antara lain : gula sukrosa 1,28%, sumber mineral yang beragam antara lain Mg2+ 3,54 gr/l, serta adanya faktor pendukung pertumbuhan (growth promoting factor) merupakan senyawa yang mampu meningkatkan pertumbuhan bakteri penghasil nata (Acetobacter xylinum).
Adanya gula sukrosa dalam kulit pisang akan dimanfaatkan oleh Acetobacter xylinum sebagai sumber energi, maupun sumber karbon untuk membentuk senyawa metabolit diantaranya adalah selulosa yang membentuk Nata de Banana. Senyawa peningkat pertumbuhan mikroba (growth promoting factor) akan meningkatkan pertumbuhan mikroba, sedangkan adanya mineral dalam substrat akan membantu meningkatkan aktifitas enzim kinase dalam metabolisme di dalam sel Acetobacter xylinum untuk menghasilkan selulosa.
Untuk memanfaatkan kulit pisang menjadi bernilai guna, maka dibutuhkan keahlian dan strategi untuk mensosialisasikan produk yang akan dihasilkan agar diterima di masyarakat. Hal itulah yang mendorong munculnya minuman nata berbahan dasar kulit pisang saat ini.

1.2. Dasar teori
Pembuatan nata merupakan salah satu cara yang bisa dilakukan untuk mengatasi masalah limbah rumah tangga (kulit pisang, kulit pisang, kulit nanas, dll) dengan bantuan bakeri Acetobakter xylinum. Pembuatan nata de banana skin dimulai dengan mendidihkan ekstrak kulit pisang dengan ditambahkan cuka, gula dan bahan tambahan lainya, kemudian disimpan dalam wadah untuk diinokulasi. Dalam penginokulasian harus pada suhu kamar. Kemudian disimpan selama kurang lebih 10-15 hari atau sampai adanya lembaran nata.
Bibit nata adalah bakteri Acotobacter xylinum yang akan dapat membentuk serat nata jika ditumbuhkan dalam air perasan kulit pisang yang sudah diperkaya dengan karbon dan nitrogen melalui proses yang terkontrol. Dalam kondisi demikian, bakteri tersebut akan menghasilkan enzim yang dapat menyusun zat gula menjadi ribuan rantai serat atau selulosa. Dari jutaan renik yang tumbuh pada kulit pisang tersebut, akan dihasilkan jutaan lembar benang-benang selulosa yang akhirnya nampak padat berwarna putih hingga transparan, yang disebut sebagai nata. Acetobacter Xylinum dapat tumbuh pada pH 3,5 – 7,5, namun akan tumbuh optimal bila pH nya 4,3, sedangkan suhu ideal bagi pertumbuhan bakteri Acetobacter Xylinum pada suhu 28°– 31°C. Bakteri ini sangat memerlukan oksigen.

Fermentasi
Fermentasi adalah suatu proses pengubahan senyawa yang terkandung di dalam substrat oleh mikroba (kulture) misalkan senyawa gula menjadi bentuk lain (misalkan selulosa / Nata de Coco), baik merupakan proses pemecahan maupun proses pembentukan dalam situasi aerob maupun anaerob. Jadi proses fermentasi bisa terjadi proses katabolisme maupun proses anabolisme.
Fermentasi substrat air kelapa yang telah dipersiapkan sebelumnya prosesnya sebagai berikut; substrat air kelapa disterilkan dengan menggunakan outoclave atau dengan cara didihkan selama 15 menit. Substrat didinginkan hingga suhu 40oC. Substrat dimasukkan pada nampan atau baskom steril dengan permukaan yang lebar, dengan kedalaman substrat kira-kira 5 cm. Substrat diinokulasi dengan menggunakan starter atau bibit sebanyak 10 % (v/v). Substrat kemudian diaduk rata, ditutup dengan menggunakan kain kasa. Nampan diinkubasi atau diperam dengan cara diletakan pada tempat yang bersih, terhindar dari debu, ditutup dengan menggunakan kain bersih untuk menghindari terjadinya kontaminasi. Inkubasi dilakukan selama 10 – 15 hari, pada suhu kamar. Pada tahap fermentasi ini tidak boleh digojok. Pada umur 10-15 hari nata dapat dipanen.



Penentuan Sukrosa
Penentuan sukrosa dapat langsung ditentukan jumlahnya dengan refraktometer, selain itu dapat dianalisa dengan cara kimia yaitu dengan menentukan gula reduksi yang dihasilkan setelah sukrosa dihidrolisisa dengan asam atau dengan enzim. Penentuannya dapat secara luff schorl, Lane Eyenon, Munson Walker, iodometri, atau cara enzimatis atau spektrofotometri.
Hidrolisa sukrosa akan dihasilkan 2 mol gula reduksi yang berupa fruktosa yang dapat dituliskan sebagai berikut :
C6 H22 O11 + H2 O  C6 H12 O6 + C6 H12 O6
Sukrosa Fruktoa Glukosa
BM= 342 BM= 180 BM=180
Setelah diketahui jumlah gula reduksi yang dihasilkan dari hidrolisa sukrosa maka dapat dihitung jumlah sukrosa yaitu dengan mengalikan dengan suatu faktor sebesar 0,95. Faktor ini diperoleh dari perbandingan BM sukrosadengan BM dua molekul gula reduksi
Faktor konversi = BM sukrosa = 342 / 2x 180 = 0,95
2 BM gula reduksi
Luff Schoorl
Pada metode Luff Schoorl terdapat dua cara pengukuran yaitu :
1. Penentuan Cu tereduksi dengan I2
2. Menggunakan prosedur Lae-Eynon
Metode Luff Schoorl ini baik digunakan untuk menentukan kadar karbohidrat yang berukuran sedang. Dalam penelitian M.Verhaart dinyatakan bahwa metode Luff Schoorl merupakan metode tebaik untuk mengukur kadar karbohidrat dengan tingkat kesalahan sebesar 10%.
Metode Luff Schoorl mempunyai kelemahan yang terutama disebabkan oleh komposisi yang konstan. Hal ini diketahui dari penelitian A.M Maiden yang menjelaskan bahwa hasil pengukuran yang diperoleh dibedakan oleh pebuatan reagen yang berbeda.
Pengukuran karbohidrat yang merupakan gula pereduksi dengan metode Luff Schoorl ini didasarkan pada reaksi sebagai berikut :
R-CHO + 2 Cu2+ R-COOH + Cu2O
2 Cu2+ + 4 I- Cu2I2 + I2
2 S2O32- + I2 S4O62- + 2 I-
Monosakarida akan mereduksikan CuO dalam larutan Luff menjadi Cu2O. Kelebihan CuO akan direduksikan dengan KI berlebih, sehingga dilepaskan I2. I2 yang dibebaskan tersebut dititrasi dengan larutan Na2S2O3. Pada dasarnya prinsip metode analisa yang digunakan adalah Iodometri karena kita akan menganalisa I2 yang bebas untuk dijadikan dasar penetapan kadar. Dimana proses iodometri adalah proses titrasi terhadap iodium (I2) bebas dalam larutan. Apabila terdapat zat oksidator kuat (misal H2SO4) dalam larutannya yang bersifat netral atau sedikit asam penambahan ion iodida berlebih akan membuat zat oksidator tersebut tereduksi dan membebaskan I2 yang setara jumlahnya dengan dengan banyaknya oksidator. I2 bebas ini selanjutnya akan dititrasi dengan larutan standar Na2S2O3 sehinga I2 akan membentuk kompleks iod-amilum yang tidak larut dalam air. Oleh karena itu, jika dalam suatu titrasi membutuhkan indikator amilum, maka penambahan amilum sebelum titik ekivalen.

Molish
Karbohidrat oleh asam sulfat akan dihidrolisa menjadi monosakarida dan selanjutnya monosakarida mengalami dehidrasi oleh asam sulfat menjadi furfural atau hidroksi metil furfural. Furfural atau hidroksi metil furfural dengan alfa naftol akan berkondensasi membentuk senyawa kompleks yang berwarna ungu. Apabila pemberian asam sulfat pada larutan karbohidrat yang telah diberi alfa naftoh melelui dinding gelas dan secara hati-hati maka warna ungu yang terbentuk berupa cincin pada batas antara larutan karbohidrat dengan asam sulfat.

Fufural Alfa naftol Metil furfural
Dehidrasi pentosa oleh asam akan dihasilkan furfural, dehidrasi heksosa menghasilkan hiodroksi metil furfural, dan hidriksi ramnosa dehasilkan metil furfural.


1.3. Profil bahan

Pisang adalah nama umum yang diberikan pada tumbuhan terna raksasa berdaun besar memanjang dari suku Musaceae. Beberapa jenisnya (Musa acuminata, M. balbisiana, dan M. ×paradisiaca) menghasilkan buah konsumsi yang dinamakan sama. Buah ini tersusun dalam tandan dengan kelompok-kelompok tersusun menjari, yang disebut sisir. Hampir semua buah pisang memiliki kulit berwarna kuning ketika matang, meskipun ada beberapa yang berwarna jingga, merah, ungu, atau bahkan hampir hitam. Buah pisang sebagai bahan pangan merupakan sumber energi (karbohidrat) dan mineral, terutama kalium.
Nilai energi pisang sekitar 136 kalori untuk setiap 100 gram, yang secara keseluruhan berasal dari karbohidrat. Nilai energi pisang dua kali lipat lebih tinggi daripada apel. Apel dengan berat sama (100 gram) hanya mengandung 54 kalori. Karbohidrat pisang menyediakan energi sedikit lebih lambat dibandingkan dengan gula pasir dan sirup, tetapi lebih cepat dari nasi, biskuit, dan sejenis roti. Oleh sebab itu, banyak atlet saat jeda atau istirahat mengonsumsi pisang sebagai cadangan energi.
Kandungan energi pisang merupakan energi instan, yang mudah tersedia dalam waktu singkat, sehingga bermanfaat dalam menyediakan kebutuhan kalori sesaat. Karbohidrat pisang merupakan karbohidrat kompleks tingkat sedang dan tersedia secara bertahap, sehingga dapat menyediakan energi dalam waktu tidak terlalu cepat. Karbohidrat pisang merupakan cadangan energi yang sangat baik digunakan dan dapat secara cepat tersedia bagi tubuh.
Gula pisang merupakan gula buah, yaitu terdiri dari fruktosa yang mempunyai indek glikemik lebih rendah dibandingkan dengan glukosa, sehingga cukup baik sebagai penyimpan energi karena sedikit lebih lambat dimetabolisme. Sehabis bekerja keras atau berpikir, selalu timbul rasa kantuk. Keadaan ini tmerupakan anda-tanda otak kekurangan energi, sehingga aktivitas secara biologis juga menurun.
Glukosa darah terutama didapat dari asupan makanan sumber karbohidrat. Pisang adalah alternatif terbaik untuk menyediakan energi di saat-saat istirahat atau jeda, pada waktu otak sangat membutuhkan energi yang cepat tersedia untuk aktivitas biologis.
Namun, kandungan protein dan lemak pisang ternyata kurang bagus dan sangat rendah, yaitu hanya 2,3 persen dan 0,13 persen. Meski demikian, kandungan lemak dan protein pisang masih lebih tinggi dari apel, yang hanya 0,3 persen. Karena itu, tidak perlu takut kegemukan walau mengonsumsi pisang dalam jumlah banyak.


BAB II
LANGKAH KERJA

2.1. Bahan Yang Digunakan :
1. Kulit pisang kapok
2. Gula pasir
3. Bakteri Acetobacter xylinum
4. Pupuk ZA
5. Asam cuka
6. Garam Inggris
7. Air
8. Sirup
9. Amilum
10. Indikator luff schoorl
11. Indikator molisch

2.2. Alat Yang Digunakan :
1. Blender
2. Timbangan
3. Gelas ukur
4. Cetakan
5. Kain saring
6. Sendok 
7. Pisau
8. Panci
9. Kompor
10. Pengaduk

2.3. Langkah – langkah Pembuatan Nata :
1. Daging buah yang menempel pada kulit pisang bagian dalam dikerok.
2. Ditimbang sebanyak 400 gr.
3. Ditambahkan air dengan perbandingan 1 : 2, lalu diblender hingga halus.
4. Rebus air sebanyak 800 ml. 600 ml untuk pencampuran nata, sedangkan sisanya untuk mensterilkan botol kaca dan toples.
5. Disaring dengan kain saring hingga diperoleh filtrat (cairan hasil penyaringan).
6. Masukkan ke dalam panci lalu panaskan di atas kompor. Setelah mendidih, tambahkan gula pasir 10 % b/v, asam cuka 0,5 %v/v (bila yang digunakan asam cuka di pasaran 4-5 % v/v), pupuk ZA 0,125% b/v ( 1 pucuk sendok teh), dan garam Inggris 0,01 % b/v. Aduk sampai larut lalu angkat.
7. Tuangkan ke dalam cetakan yang telah disterilkan (dicuci dengan air panas), dengan ketinggian cairan adonan lebih kurang 2-3 cm di setiap cetakan. Segera tutup dengan kertas (Koran, majalah, kertas merang).
Catatan : cetakan ditutup dengan kertas koran supaya udara tetap bisa masuk melalui pori-pori kertas.
8. Diamkan sampai dingin (sekitar 1 jam), baru kemudian ditambahkan starter (bibit bakteri Acetobacter xylinum sebanyak 10% v/v.
Catatan :
- Sebelum memasukkan bakteri, adonan harus benar-benar dingin, sebab kalau masih panas bakteri akan mati.
- Cetakan harus diletakkan di tempat yang aman, jauh dari gangguan. Goyangan atau pemindahan cetakan menyebabkan serat nata gagal terbentuk karena bakteri ini bekerja menganyam serat dari atas ke bawah, sehingga bila digoyang menyebabkan bakteri jatuh dan tidak mau bekerja lagi.
9. Fermentasi selama 10 hari.
10. Setelah 10 hari,serta nata dapat dipanen. Angkat serat nata dari cetakan dan cuci, lalu peras dengan kain saring (agar tidak licin).
11. Iris dengan ukuran sesuai selera, lalu masak dengan air sampai mendidih.
12. Tiriskan dan peras lagi dengan kain saring, lalu dimasak lagi. Pemasakan dilakukan sampai bau asam cuka hilang.

2.4. Cara Pengujian
2.4.1. Analisis Kualitatif Karbohidrat Kulit Pisang
a. Uji Molish
Ditambahkan 5 tetes reagen Molish ke dalam tabung berisi 2 ml larutan sampel. Kemudian ditambahkan H2SO4 pekat melalui dinding tabung. Amati terbentuknya cincin ungu berarti sampel mengandung karbohidrat.

b. Uji Benedict
Ditambahkan 8 tetes larutan sampel yang mengandung 5 ml reagen Benedict. Kemudian tabung ditempatkan dalam panci dan didihkan selama 3 menit. Biarkan pada suhu kamar dan diamati terbentuknya endapan merah bata yang menunjukkan adanya gula pereduksi dalam sampel.

2.4.2. Analisis Kuantitatif Kulit Pisang Metode Luff Schoorl
a. Ambil 5 ml sampel setelah disaring dalam Erlenmeyer, ditambahkan 25 ml reagen. Dibuat juga larutan blanko,yaitu 25 ml reagen Luff Schoorl ditambah 25 ml aquades.
b. Kedua larutan didihkan selama 2 menit.
c. Didinginkan cepat-cepat dan ditambahkan 15 ml larutan KI 20% serta ditambahkan 25 ml H2SO4 26,5% melalui dinding Erlenmeyer.
d. Iodium yang dibebaskan dititrasi dengan Na2S2O3 memakai indikator amilum sebanyak 2-3 ml yang ditambahkan menjelang titik akhir titrasi.
e. Hadar gula reduksi dalam sampel ditentukan dari selisih volume titran sampel dan blanko dengan bantuan sampel.


BAB III
HASIL DAN PEMBAHASAN

3.1. Hasil

Sifat fisik nata de banana skin :
1. Warna nata sedikit lebih gelap jika dibandingkan dengan nata de banana.
2. Produk hasil nata de banana paling banyak daripada produk nata dari kulit pisang maupun kulit nanas.
3. Nata de banana dapat ditambah dengan sirup untuk meningkatkan cita rasa dan warna.
4. Penentuan kadar sukrosa dengan metode luff schoorl:
Volume Na2S2O3 0,1 N yang diperlukan untuk :
Tirasi blanko = 22,6 ml
Titrasi sampel = 10,6 ml
Selisih volume = (22,6-10,6)ml = 12,00 ml
Berdasarkan tabel pada lampiran untuk volume 12 ml Na2S2O3 0,1 N, maka kadar sukrosa sebesar 30,3, ml.
Volume sampel 2ml, sehingga kadar sukrosa( 30,3 mg/ 2 ) sebesar 15,015 mg/ml. Atau dalam 100 ml sampel 1501,5 gr/100 ml = 1,5015mg/100ml % (b/v).

4.2. Pembahasan
Karbohidrat oleh asam sulfat akan dihidrolisa menjadi monosakarida dan selanjutnya monosakarida mengalami dehidrasi oleh asam sulfat menjadi furfural atau hidroksi metil furfural. Furfural atau hidroksi metil furfural dengan alfa naftol akan berkondensasi membentuk senyawa kompleks yang berwarna ungu. Apabila pemberian asam sulfat pada larutan karbohidrat yang telah diberi alfa naftoh melelui dinding gelas dan secara hati-hati maka warna ungu yang terbentuk berupa cincin pada batas antara larutan karbohidrat dengan asam sulfat.
Penentuan sukrosa ditentukan jumlahnya dengan luff schorl, dari hasil titrasi yang dilakukan diperoleh volume Na2S2O3 0,1 N sebanyak 22,6 ml pada larutan blangko, dan 10,6 ml pada larutan sampel. Sehingga diperoleh selisih diantara keduanya yaitu sebesar 12 ml. Berdasarkan tabel pada lampiran, maka untuk volume 12 ml Na2S2O3 0,1 ml, maka kadar sukrosa sebesar 30,3 ml.
Dengan volume sampel 2 ml, sehingga kadar sukrosa sebesar 15,015 mg. Maka kadar sukrosa dalam sampel diperoleh 1501,5 mg/ 100 ml atau 1,5015 gram/ 100 ml % (b/v)
Hidrolisa sukrosa akan dihasilkan 2 mol gula reduksi yang berupa fruktosa yang dapat dituliskan sebagai berikut :
C6 H22 O11 + H2 O  C6 H12 O6 + C6 H12 O6
Sukrosa Fruktoa Glukosa
BM= 342 BM= 180 BM=180
Dalam praktikum ini digunakan kulit pisang sebagai bahan baku pembuatan nata de banana skin. Kulit pisang yang digunakan adalah kulit bagian hanya dalam, hal ini untuk menjaga kualitas nata yang dihasilkan agar lebih baik dan mempunyai kandungan glukosa yang tinggi. Selanjutnya kulit pisang diblander untuk memudahkan praktikan untuk mendapatkan kandungan karbohidrat yang tersimpan dalam kulit pisang.
Pemanasan air perasan kulit pisang bertujuan untuk mensterilkan bahan baku, yang akan difermentasi, sehingga bakteri stater mampu untuk bertumbuh di media air perasan kulit pisang. Sedangkan fungsi penambahan pupuk ZA ialah untuk meningkatkan nutrisi dalam media untuk pertumbuhan bakteri selama fermentasi.
Asam asetat atau asam cuka digunakan untuk menurunkan pH atau meningkatkan keasaman air perasan kulit pisang. Dalam praktikum ini asam asetat yang digunakan adalah asam cuka dapur dengan kadar 80%. Pada dasarnya asam asetat yang baik adalah asam asetat glacial (99,8%). Akan tetapi, asam asetat dengan konsentrasi rendah dapat digunakan, namun untuk mencapai tingkat keasaman yang diinginkan yaitu pH 4,5 – 5,5 dibutuhkan dalam jumlah banyak. Selain asan asetat, asam-asam organik dan anorganik lain bisa digunakan. pH 4,5-5,5 adalah kondisi yang produktif untuk banteri stater berkembang biak dengan baik, sehingga kondisi ini perlu dijaga.
Dari hasil pengamatan fermentasi yang dilakukan selama 2 minggu, pada minggu pertama pembentukan nata kurang begitu cepat, sehingga lapisan nata yang terbentuk sangat tipis. Akan tetapi setelah mengalami fermentasi selama 2 minggu nata de banana yang dihasilkan cukup baik, bahkan memiliki ketebalan dan massa yang besar.
Proses pemasakan produk nata secara berulang ulang bertujuan untuk mematikan bakteri yang masih aktif didalam produk nata, selain itu melarutkan kandungan alkohol yang dihasilkan selama proses fermentasi oleh bakteri.


BAB IV
KESIMPULAN

Dari hasil percobaan yang telah dilakukan, dapat disimpulkan bahwa :
1. Pemberian asam sulfat pada larutan karbohidrat yang telah diberi alfa naftoh melelui dinding gelas dan secara hati-hati maka warna ungu yang terbentuk berupa cincin pada batas antara larutan karbohidrat dengan asam sulfat.
2. Furfural atau hidroksi metil furfural dengan alfa naftol akan berkondensasi membentuk senyawa kompleks yang berwarna ungu.
3. Dari hasil fermentasi air perasan kulit pisang, diperoleh produk nata de banana skin yang padat dan tebal..
4. Kulit pisang yang selama ini dibuang karena dianggap sebagai limbah, ternyata memiliki nilai guna dan bernilai ekonomis.
5. Berdasarkan hasil pengamatan yang dilakukan, nata dari kulit pisang masih memiliki peluang pasar yang baik karena di pasaran masih jarang dijumpai nata yang berbahan dasar kulit pisang. Pembuatan produk nata berbahan dasar kulit pisang ini tidak memerlukan dana yang terlalu besar, karena bahan dasar yang digunakan mudah untuk didapat dan harganya juga tidak terlalu mahal.


DAFTAR PUSTAKA

Sulistyomaty, E, 2010, Petunjuk Praktikum Food Technology
http://onlinebuku.com/2009/01/29/pemanfaatan-limbah-dari-tanaman-pisang/
http://karya-ilmiah.um.ac.id/index.php/pkm/article/view/2371
(www.Evimeinar.multiply.com/reviews/item/42)
http://samm171185.blogspot.com/2008/05/panduan-praktikum-pembuatan-nata-de_28.html
http://queenofsheeba.wordpress.com/2009/11/17/luff-schoorl/

Komponen Media Kultur Jaringan II : Penambahan bahan organik, Osmotik, Efek pH, dan Sistem Pendukung



BAB 1

PENDAHULUAN


A.  Latar Belakang

Kultur Jaringan adalah teknik perbanyakan tanaman dengan cara mengisolasi bagian tanaman seperti daun, mata tunas, serta menumbuhkan bagian-bagian tersebut dalam media buatan secara aseptik yang kaya nutrisi dan zat pengatur tumbuh dalam wadah tertutup yang tembus cahaya sehingga bagian tanaman dapat memperbanyak diri & bergenerasi menjadi tanaman lengkap. Prinsip utamanya adalah perbanyakan tanaman dengan menggunakan bagian vegetatif tanaman, menggunakan media buatan yang dilakukan di tempat steril.
Teknik kultur jaringan pada saat ini telah berkembang menjadi teknik perkembangbiakan tanaman yang sangat penting pada berbagai spesies tanaman.
Teknologi ini dimulai dengan spekulasi ilmuwan dari German bernama Haberlandt pada awal abad ke 20 tentang teori totipotensi. Haberlandt menyatakan bahwa setiap sel mampu tumbuh dan berkembang menjadi tanaman normal jika dikulturkan pada nutrisi dan lingkungan yang tepat.
Media merupakan faktor penentu dalam perbanyakan dengan kultur jaringan. Komposisi media yang digunakan tergantung dengan jenis tanaman yang akan diperbanyak. Media yang digunakan biasanya terdiri dari garam mineral, vitamin, dan hormon. Selain itu, diperlukan juga bahan tambahan seperti agar, gula, dan lain-lain. Zat pengatur tumbuh (hormon) yang ditambahkan juga bervariasi, baik jenisnya maupun jumlahnya, tergantung dengan tujuan dari kultur jaringan yang dilakukan. Media yang sudah jadi ditempatkan pada tabung reaksi atau botol-botol kaca. Media yang digunakan juga harus disterilkan dengan cara memanaskannya dengan autoklaf.
Media merupakan faktor utama dalam perbanyakan dengan kultur jaringan. Keberhasilan perbanyakan dan perkembangbiakan tanaman dengan metode kultur jaringan secara umum sangat tergantung pada jenis media. Media tumbuh pada kultur jaringan sangat besar pengaruhnya terhadap pertumbuhan dan perkembangan eksplan serta bibit yang dihasilkannya. Oleh karena itu, macam-macam media kultur jaringan telah ditemukan sehingga jumlahnya cukup banyak. Nama-nama media tumbuh untuk eksplan ini biasanya sesuai dengan nama penemunya. Media tumbuh untuk eksplan berisi kualitatif komponen bahan kimia yang hampir sama, hanya agak berbeda dalam besarnya kadar untuk tiap-tiap persenyawaan. Media dasar yang sering digunakan dalam kultur jaringan Anthurium sendiri adalah media MS dan modifikasinya ( Pierik et al.,1974; Pierik dan Steegmans, 1976;Kunisaki, 1980; Kuenhle et al., 1992; Chen et al; Hamidah et al., 1997; Teng, 1997;2 ; Rachmawati, 2005), media Nitsch dan modifikasinya (Geir, 1986, 1987, 1988).

Pada umumnya komposisi utama media tanam kultur jaringan, terdiri dari hormon (zat pengatur tumbuh) dan sejumlah unsur yang biasanya terdapat di dalam tanah yang dikelompokkan ke dalam unsur makro, unsur mikro. Hasil yang lebih baik akan dapat kita peroleh bila, kedalam media tersebut, ditambahkan vitamin, asam amino, dan hormon, bahan pemadat media (agar), glukosa dalam bentuk gula maupun sukrosa, air destilata (akuades), dan bahan organik tambahan (Gunawan, 1992).

B.  Rumusan Masalah
Komponen apa sajakah yang digunakan dalam media kultur jaringan?

C.  Tujuan Penulisan
Untuk mengetahui komponen yang digunakan dalam media kultur jaringan.

D.  Manfaat Penulisan
Mengetahui komponen yang dugunakan dalam media kultur jaringan


BAB II
PEMBAHASAN

Komponsn yang Digunakan dalam Media Kultur Jaringan
Pertumbuhan dan morfogenesis dari  kultur jaringan tumbuhan dapat ditingkatkan dengan sejumlah kecil dari beberapa nutrisi organik,  terutama vitamin (Termasuk beberapa zat yang tidak masuk vitamin hewan), asam amino dan beberapa suplemen.
1.    Vitamin
       Vitamin adalah senyawa yang dibutuhkan oleh hewan dalam jumlah yang sangat kecil sebagai makanan tambahan. Tanpa vitamin dapat menyebabkan keabnormalan pertumbuhan dan perkembangan dan kondisi yang tidak sehat.
persyaratan dari kultur  jaringan untuk menentukan jumlah bahan organik tertentu sebagai  suplemen seperti buah jus, santan, ragi atau ekstrak malt dan hidrolisis kasein. Suplemen ini dapat memberikan kontribusi vitamin, asam amino dan regulants pertumbuhan ke media kultur.
a.       Pengembangan vitamin campuran
        Vitamin yang paling sering digunakan dalam kultur jaringan adalah tiamin (Vit. B1), asam nikotinat (Niacin) dan pyridoxine (B6 Vit.) terpisah dari tiga senyawa, dan myo- ositol. vitamin, myo-inositol, thiamin, nikotinik asam, dan pyridoxine  adalah bahan dari Murashige dan Skoog (1962) dan telah digunakan dalam berbagai proporsi untuk kultur jaringan.
b.    Senyawa khusus
-
Myo-inositol. Myo-inositol (juga kadang-kadang digambarkan sebagai meso-inositol atau i-inositol) adalah satu-satunya salah satu dari sembilan stereoisomer teoritis inositol yang memiliki kepentingan biologis yang signifikan. Inositol adalah konstituen ekstrak ragi dalam jumlah kecil mungkin juga terkandung dalam agar-agar komersial, Myo-inositol adalah  konstituen alam  kultur dan banyak sering dimasukkan ke alam fosfatidilkolin-inositol yang mungkin merupakan faktor penting dalam fungsi membran .
 - Thiamine (Vit. B1, aneurine) di bentuk tiamin pirofosfat, merupakan kofaktor penting dalam metabolisme karbohidrat dan secara langsung terlibat dalam biosintesis beberapa asam amino.  Tiamin ditemukan menjadi penting untuk merangsang induksi kalus embriogenik dalam Zoysia japonica, sebuah rumput rumput musim hangat dari Jepang (Asano et al, 1996.). Hal ini juga telah terbukti merangsang perakaran adventif Taxus 1995). Bisa ada interaksi antara tiamin dan pengatur pertumbuhan sitokinin
c.     Vitamin lainnya
           Asam pantotenat. Asam Pantotenat  berperan penting dalam pertumbuhan jaringan tertentu. vitamin lain terBukti telah diperoleh bahwa asam folat memperlambat proliferasi jaringan dalam reaksi gelap, sementara meningkatkan itu dalam reaksi  terang. Hal ini mungkin karena terhidrolisis dalam cahaya untuk asam p-aminobenzoic (PAB). Dengan keberadaan auksin, PAB telah terbukti memiliki efek stimulasi pertumbuhan lemah di kultur jaringan kultur . Riboflavin yang merupakan komponen berberapa vitamin campuranbeberapa, telah ditemukan untuk menghambat pembentukan kalus tetapi dapat meningkatkan pertumbuhan dan kualitas tunas (Drew dan Smith, 1986). Penindasan kalus pertumbuhan dapat berarti bahwa vitamin baik dapat menghambat atau merangsang pembentukan akar pada stek
d.      Suplemen
Penggunaan suplemen telah perlahan-lahan menurun sebagai keseimbangan antara garam anorganik  dan sebagai dampak dari asam amino dan zat pertumbuhan telah menjadi lebih dimengerti. Namun demikian beberapa suplemen yang tidak pasti dan Komposisi variabel yang masih umum digunakan. Keberhasilan budaya pertama jaringan kultur melibatkan penggunaan ekstrak ragi

e.       Ekstrak ragi
        Ekstrak ragi (YE)  jarang digunakan sebagai bahan media tanam saat ini dibandingkan pada zaman dulu, ketika ditambahkan sebagai sumber asam amino dan vitamin, terutama inositol dan tiamin (Vitamin B1) . Dalam media hanya terdiri dari makro dan mikro, pemberian ekstrak ragi sering ditemukan penting bagi jaringan pertumbuhan. Kandungan vitamin ekstrak ragi membedakannya dari hidrolisat kasein (CH) sehingga dalam CH media atau asam amino saja,tidak bisa menggantikan YE. asam amino seperti glisin, lisin dan arginin, dan vitamin seperti thiamin dan nicotinic asam, bisa berfungsi sebagai pengganti YE, untuk contoh dalam ertumbuhan akar tomat (Skinner dan Street, 1954), atau suspensi sel gula tebu. Ekstrak ragi telah terbukti memiliki beberapa biasa sifat yang mungkin berhubungan dengan asam amino konten
Ekstrak ragi sekarang dibeli langsung dari kimia pemasok. Pada 1930-an dan 1940-an itu disiapkan di laboratorium. Brink et al. (1944) dimaserasi ragi dalam air yang kemudian direbus selama 30 menit dan, setelah pendinginan, bahan tepung dihapus oleh sentrifugasi. Namun demikian, Robbins dan Bartley (1937) menemukan bahwa komponen aktif  ragi dapat diekstraksi dengan etanol 80%.
f.       Ekstrak kentang
media kentang terbukti lebih baik untuk kultur anther gandum musim semi dari sintetis (N6) sedang (McGregor dan McHughen, 1990). Sopory et al. (1978) memperoleh inisiasi embriogenesis dari antera ekstrak kentang pada kentang sendirian dan Lichter (1981) menemukan hal bermanfaat untuk enambahkan 2,5 g / l ekstrak kentang Difco ke media untuk Brassica napus kultur anter.
g.      Ekstrak malt.
Meskipun tidak ada lagi yang umum digunakan, ekstrak malt tampaknya memainkan peran tertentu dalam budaya Jeruk. Ekstrak malt, terutama sumber karbohidrat, adalah ditunjukkan untuk memulai embriogenesis pada eksplan nucellar .
peran ekstrak di Citrus sinensis perbanyakan embrio somatik (Das et al, 1995.), Dan di lain Citrus sp. perkecambahan Ekstrak malt juga dipromosikan dari tahap awal embrio kotiledon timbul dari dalam vitro penyelamatan embrio zigotik jeruk asam (Carimi et al, 1998.). Ekstrak secara komersial tersedia dan digunakan pada tingkat 0,5 - 1 g / l. 120.
h.      Pisang
        Homogen buah pisang kadang-kadang ditambahkan ke media untuk kultur anggrek bahwa hal itu mungkin membantu menstabilkan pH medium
i.        Cairan yang memelihara embrio
Cairan yang hadir dalam kantung embrio belum menghasilkan buah dari Aesculus (misalnya A. woerlitzensis) (Shantz dan Steward, 1956, 1964; Steward dan Shantz, 1959; Steward dan Rao, 1970) dan Juglans regia (Steward dan Caplin, 1952) telah ditemukan untuk memiliki efek meningkatkan pertumbuhan yang kuat pada beberapa kultur jaringan kultur pada media sederhana.
j.        Air kelapa
          Ketika ditambahkan ke auksin berisi menengah, endosperm cair dari buah-buahan Cocos nucifera dapat menimbulkan sel kultur untuk membelah dan tumbuh dengan cepat.
fluida adalah paling sering disebut sebagai santan, meskipun Tulecke et al. (1961) menyatakan bahwa yang benar istilah bahasa Inggris adalah 'kelapa air', karena istilah air kelapa juga Menggambarkan cairan putih diperoleh oleh kisi-kisi endosperm kelapa solid putih (yang 'Daging') dalam air dan ini umumnya tidak digunakan dalam kultur jaringan media. Cairan telah ditemukan memiliki beberapa aktivitas auksin yang meningkat autoklaf, mungkin karena setiap pertumbuhan tersebut zat yang ada dalam bentuk terikat dan dirilis oleh hidrolisis. Tapi walaupun kelapa susu dapat merangsang pertumbuhan beberapa dalam budaya vitro dalam ketiadaan auksin eksogen, biasanya mengandung sedikit ini jenis pengatur pertumbuhan dan tambahan eksogen pasokan umumnya diperlukan. Karena air kelapa mengandung sitokinin alami, menambahkannya ke media sering memiliki efek yang sama seperti menambahkan sebuah sitokinin diakui. Hal ini berarti bahwa menguntungkan berpengaruh terhadap pertumbuhan atau morfogenesis sering tergantung pada kehadiran sebuah auksin. Segar dan santan diautoklaf dari acang matang memiliki terbukti menghambat pertumbuhan atau morfogenesis (Noh et al, 1988). dalam beberapa kasus. Hal ini tidak diketahui yang bahan menyebabkan terhambatnya namun pertumbuhan embrio berbudaya tampaknya terutama bertanggung jawab untuk dicegah, menunjukkan bahwa senyawa yang bertanggung jawab mungkin faktor alam dormansi-merangsang seperti asam absisat.

2.    Asam Organik
Asam organik mempunyai tiga peran di dalam media kultur tumbuhan, yakni
     Berguna untuk meningkatkan ketersediaan beberapa mikronutrients.
     Sebagai penyangga medium terhadap perubahan Ph.
     Sebagai bahan gizi.
a.       Penggunaan sebagai penyangga
Bahwa beberapa asam organik dan garam-kalium atau sodium menstabilkan pH tanaman hydroponic ( Trelease Dan Trelease, 1933) atau pada media in vitro ( Van Overbeek et Al., 1941, 1942; Arnow et Al., 1953). Norstog Dan Smith ( 1963) telah menemukan 100 mg/l asam malat yang bertindak sebagai penyangga efektif di dalam medium untuk kultur embrio dan juga nampak untuk peningkatkan pertumbuhan.
1.      Komplek dengan logam
Asam organik seperti citrat, malat, malonic yang ditemukan di getah xylem dari tanaman. Dimana bersama - sama dengan asam amino pada tanaman, dapat kompleks dengan ion logam dan membantu pengangkutan tanaman tersebut ( White et Al., 1981).
2.      Jenis nutrisi
Penambahan asam organik siklus krebs kepada medium dapat tingkatkan metabolisme NH4+ . Beberapa Tumbuhan nampak untuk memperoleh manfaat gizi dari asam organik tertentu . Murashige dan Tucker ( 1969) menunjukkan bahwa sari jeruk yang ditambahkan ke medium yang berisi garam MS menunjukkan  pertumbuhan kalus. Malat dan asam siklus kreb yang lain juga mempunyai suatu efek serupa; tentang ini, asam sitrat menghasilkan rangsangan pertumbuhan.
Tanaman sukulan, khususnya mereka yang keluarga Crassulaccae, seperti Bryophyllum Dan Kalanchoe mengambil sejumlah karbondioksida yang besar selama keadaan gelap, mengubah itu ke dalam asam organik, yang mana asam malat adalah sangat penting. Asam organik mengalami metabolisme selama waktu terang. Dalam tumbuhan yang demikian, asam malat dapat diharapkan untuk membuktikan tingkat efisien pertumbuhan jika ditambahkan untuk suatu medium kultur.

3.    Gula – Menutrisi dan dampak regulasi
Karbohidrat memainkan peran penting dalam kultur in vitro sebagai energi dan sumber karbon, serta osmotik. Selain itu, karbohidrat memodulasi ekspresi gen pada kultur (Koch, 1996).
a.       Gula sebagai sumber energy
·      karbohidrat autotrof
Sel autotrophic mampu sepenuhnya memasok kebutuhan karbohidrat dan  asimilasi gas asam arang mereka sendiri selama fotosintesis (Bergmann, 1967; Tandeau de Marsac dan Peaud-Lenoel, 1972a, b; Chandler et al, 1972;. Anon, 1980;Larosa et al, 1981). Banyak kultur autotrophic hanya mampu tumbuh relatif lambat (mis.Fukami dan Hildebrandt, 1967) terutama pada suasana di mana konsentrasi karbon dioksida rendah.
b.      Alternative sukrosa
·      Gula lainnya
Beberapa penemuan pertama pada beberapa macam nutrisi karbohidrat pada  jaringan tanaman dilakukan oleh Gautheret (1945) menggunakan jaringan wortel. Sukrosa ditemukan menjadi sumber terbaik karbon diikuti oleh glukosa, maltosa dan raffinose, fruktosa kurang efektif dan mannose maupun laktosa adalah yang paling cocok.
Beberapa monosakarida lain seperti arabinose dan xylose; disakarida seperti selobiosa, maltosa dan trehalosa, dan beberapa polisakarida, semua mampu dipecah menjadi glukosa dan fruktosa (Tabel 4.2), juga dapat kadang-kadang digunakan sebagai parsial pengganti sukrosa (Straus dan LaRue,1954; Sievert dan Hildebrandt, 1965; Yatazawa et al,.1967; Smith dan Stone, 1973; Minocha dan Halperin, 1974; Zaghmout dan orres, 1985).
Galaktosa telah dikatakan paling beracun bagi jaringan tumbuhan, menghambat pertumbuhan anggrek dan kultur lainnya pada konsentrasi terendah 0,01% (0,9 mM)(Ernst et al, 1971; Arditti dan Ernst, 1984.). Namun, sel-sel bisa beradaptasi dan tumbuh pada galaktosa, misalnya, sel-sel tebu (Maretzski dan Thom, 1978). kuncinya adalah induksi dari enzim galaktosakinase, yang mengubah galaktosa menjadi galaktosa-1-fosfat
Ada beberapa situasi dimana fruktosa mendukung pertumbuhan sama seperti sukrosa atau glukosa (Steffen et al., 1988) dan kadang-kadang memberikan hasil yang lebih baik.
 Namun, fruktosa dilaporkan menjadi racun bagi jaringan wortel,  jika sebagai satu-satunya sumber karbon, itu diautoklaf dengan media White A (1943a) . Ketika filter steril, fruktosa mendukung pertumbuhan kultur kalus yang memiliki berat akhir 70% dari mereka yang ditanam di sukrosa (Pollard et al, 1961.).
Keunggulan umum dari sukrosa dari pada glukosa untuk kultur jaringan tumbuhan diorganisir seperti akar terisolasi yang mungkin lebih efektif translokasi sukrosa untuk meristem apikal (Butcher dan Street, 1964).
Maltosa menyebabkan peningkatan substansial dalam somatik embrio dari kepala putik bunga Petunia (Raquin, 1983). Ini juga menyebabkan peningkatan induksi kalus dan regenerasi planlet selama di in vitro. Kinnersley dan Henderson (1988) telah menunjukkan bahwa sirup jagung tertentu  dapat digunakan sebagai sumber karbon dalam media kultur dan bahwa mereka tidak boleh mempengaruhi morfogenesis Maltosa juga meningkat induksi kalus pada kultur mikrospora padi, dengan percepatan divisi sel awal (Xie et al, 1995.).
·      Gula alcohol
Gula alkohol dianggap biasanya tidak dimetabolisme oleh kultur jaringan dan oleh karena itu tidak tersedia sebagai sumber karbon.
Dalam keadaan ini sukrosa, cukup juga harus hadir untuk memasok kebutuhan energi dari jaringan. Menambahkan baik manitol atau sorbitol untuk medium dapat membuat boron tidak tersedia.
Selain menjadi metabolisme untuk berbagai tingkat kultur heterotrofik, seperti tembakau, jagung, beras, jeruk dan chichory, gula alkohol merangsang molekul tertentu dan tanggapan fisiologis, di mana mereka tampaknya bertindak sebagai sinyal kimia.
·      Pati
Kultur sel dari beberapa kultur mampu memanfaatkan pati dalam media pertumbuhan dan tampaknya melakukannya dengan pelepasan amilase ekstraseluler (Nickell dan Burkholder, 950). Tingkat pertumbuhan kultur ini adalah meningkat dengan penambahan asam giberelat, mungkin karena meningkatkan sintesis atau sekresi enzim amilase (Maretzki et al, 1971, 1974.).



c.       Hidrolisis sukrosa
Gula dikhususkan terhadap efek nyata dari konsentrasi sukrosa terhadap diferensiasi sel dan morfogenesis.
·      Autoklaf
Sebuah hidrolisis parsial dari sukrosa berlangsung selama dengan media autoklaf (Ball, 1953; Wolter dan Skoog, 1966) sejauh yang lebih besar bila senyawa ini dilarutkan bersama-sama dengan media konstituen lain daripada ketika larutan berair murni diautoklaf (Ferguson et al, 1958.).
Bretzloff (1954) menemukan bahwa inversi sukrosa selama autoklaf (15 menit pada 15 lbs/in2) tergantung pada pH dengan cara berikut:
 pH 3,0                    100%
 pH 3.4                    75%
 pH 3,8                    40%
 pH 4.2                    25%
 pH 4,7                    12,5%
 pH 5,0                    10%
 pH 6,0                    0%.
        Hasil ini menunjukkan bahwa proporsi sukrosa dihidrolisis oleh media autoklaf pada pH konvensional (5,5-5,8) harus diabaikan. Sebagian besar bukti menunjukkan bahwa hal ini tidak terjadi dan bahwa sukrosa 10-15% dapat dikonversi menjadi glukosa dan fruktosa. Kultur dari beberapa kultur tumbuh lebih baik di media yang mengandung autoklaf dari pada sukrosa (Ball, 1953; Guha dan Johri, 1966;
Johri dan Guha, 1963; Verma dan Van Huystee, 1971; White, 1932) menunjukkan bahwa sel-sel memanfaatkan dari ketersediaan glukosa dan / atau fruktosa.
·      Gangguan enzimatik
Sukrosa dalam medium juga terbalik ke monosakarida selama kultur in vitro pada tumbuhan. Hal ini terjadi oleh aksi invertase terletak di dinding sel tumbuhan (Burstrom, 1957; Yoshida dkk, 1973). Atau dengan pelepasan ekstraselular enzim (King dan Street, 1977).
Dalam kebanyakan kultur, inversi sukrosa menjadi glukosa dan fruktosa mengambil tempat dalam medium, tetapi, karena sekresi enzim invertase bervariasi, sejauh yang terjadi berbeda dari satu jenis kultur yang lain.
d.      Penyerapan
Penyerapan molekul gula pada kultur jaringan tampaknya sebagian melalui perembesan pasif dan sebagian melalui transpor aktif. Luasnya dua mekanisme dapat bervariasi.
e.       Konsentrasi efektif
Konsentrasi optimum sukrosa untuk mendorong morfogenesis atau pertumbuhan berbeda antara yang berbeda genotipe, kadang-kadang mereka yang terkait erat.
Eksperimen dari Molnar (1988) menunjukkan bahwa tingkat optimum sukrosa mungkin tergantung pada apa tambahan lain ke medium. Paling cepat pertumbuhan suspensi Brassica nigra pada MS berisi garam (tapi kurang besi dan B5 vitamin) terjadi ketika sukrosa 2% ditambahkan.
Tingkat sukrosa dalam media mungkin langsung berpengaruh pada jenis morfogenesis. Dengan demikian, sukrosa (87 mM) disukai organogenesis, sementara tingkat yang lebih tinggi (350 mM) disukai somatik embriogenesis dari embrio zigotik.(Jeannin et al, 1995.).
·      Diferensiasi sel.
Meskipun gula jelas terlibat dalam diferensiasi xilem dan unsur-unsur floem dalam kultur sel, itu masih jelas apakah mereka memiliki peran regulasi terpisah dari menyediakan sumber energi karbon yang diperlukan untuk metabolisme sel aktif. Sukrosa umumnya diperlukan untuk hadir di samping IAA sebelum trakeid dibedakan dalam kultur jaringan.; Rier dan Beslow (1967)] tergantung pada konsentrasi sukrosa (Aloni, 1980). Dalam Helianthus tuberosus, meskipun sukrosa, glukosa dan trehalosa yang terbaik untuk mendukung pembelahan sel dan pembentukan trakeid, maltosa adalah sumber karbon yang efektif (Minocha dan Halperin, 1974).
Cymbidium protocorms mengandung klorofil tinggi hanya jika mereka yang dibudidayakan pada media yang mengandung 0,2-0,5% sukrosa. Derajat hijau mereka menurun cepat ketika mereka tumbuh pada sukrosa lebih tinggi dari ini (Vanséveren-Van konsentrasi Espen, 1973).
Sejumlah kecil fotosintesis dapat dilakukan oleh kultur tunas  menyediakan konsentrasi tinggi sukrosa. Fotosintesis tanaman mawar meningkat ketika mereka dewasa awalnya pada 20 atau 40 g / l sukrosa yang turun menjadi 10 g / l  subkultur berturut - turut (Langford dan Wainwright, 1987). Peningkatan fotosintesis terjadi ketika sukrosa dihilangkan dari media planlet yang tumbuh (Short et al., 1987),
f.       Akumulasi pati dan morfogenesis
·         Deposisi pati sebelum morphogenesis
Sel-sel kalus dan suspens kultur umumnya pati terakumulasi dalam plastida mereka dan itu adalah lazim dalam sel pada fase stasioner.
Akumulasi pati lebih mudah terjadi dalam sel primordia. pati yang dihasilkan dari sukrosa yang disertakan dalam kultur media (Thorpe et al., 1986).
·         Morfogenesis tanpa pengendapan pati
Sel kultur lain yang memulai organ tidak selalu menumpuk pati
sebagai awal untuk morfogenesis
.
Pengendapan pati diamati sebagai manifestasi awal organogenesis dalam embrio Pinus coulteri(Patel dan Berlyn, 1983), tetapi tidak pada Picea abies (Von Arnold, 1987). Meskipun embrio zigotik dari spesies yang terakhir segra membentuk pati (khususnya korteks sel di kloropas) ketika mereka ditempatkan pada medium yang mengandung sukrosa.

4. EFEK OSMOTIK TERHADAP MEDIA TERLARUT

Di samping mempunyai efek terhadap kemurnin nutrisi, kandungan gula dan garam yang memilki susunan jaringan tidak teratur pada meri kultur, dapat mempengaruhi sel tumbuhan untuk menumbuhkan alat-alat osmosis.Dalam suatu diskusi kebanyakan menyetujui pengaruh dari keadan ini.seperti telah banyk di terangkan dalam beberapa dokumen, bahwa penyebab timbulnya osmosis adalah adanya gula.

4.1. OSMOTIC DAN POTENSIAL AIR: SECARA UMUM
 PENGENALAN

Pergerakan Air ke dalam dan ke luar dari suatu sel tumbhan, diatur oleh sutu membran semi permeable yang dapat menyaring unsur yang akan masuk ke dalam internal dan yang keluar ke eksternal, dengan kemampuan menekan yang dimliiki oleh didnding sel dengan kemampuan menekannya.Untuk menggambarkan kemampuan masing-masing lapiasan telah berubah beberapa tahun terakhir, dan istilah kedua-duanya baru ditemukan dalam literatur kultur jaringan, uraian ringkas yang berikut boleh membantu pembaca.Penjelasan lebih terperinci banyak ditemukan dalam buku pelajaran tentang ilmu fisiologi tumbuhan
Di dalam konsep yang lebih dulu, sel diibaratkan untuk megambil air dengan cara menghisap. ( yaitu. dengan penggunaan suatu tekanan negatif ) yang dapengaruhi oleh konnsebtrasi zat dalam sel. Daya serap atau tekanan hisap (SP) diartikan sebagai itu sebagai hasil tekanan osmotis cairan sel ( OPCS) berkurangnya tekanan osmotis cairan ekstra seluler ( OPEXT), dan tekanan tersebut menggunakan terpasang, dan meregangkan dinding sel yang disebut tekanan turgor. Disebut begitu karena turgor meruoakan saat sell mengalami penggembungan bengkak. Ini mungkin karena hanya penyamaan saja.

SP = (OPcs - OPext) – TP 
SP = OPcs - (OPext + TP).

Definisi ini yang dipikirkan oleh ahli tumbuhan, tidaklah memuaskan secara termo-dinamis sebab harus dipertimbangkan bahwa air untuk perpindah selalu bergerak ke bawah menurut suatu energi gradien , dan kehilangnya energi ketika itu terjadi. Istlah potensial air sekarang digunakan sebagai pemaknaan potensi osmotik. Ketika pada saat potensial air sesungguhnya adalah nol hal itu dapat menyebabkan subtansi menjadi berkurang. Cairan memiliki potenial osmotik.. air bergerak daerah tekanan tinggi ke daerah yang memilki tekanan lebih rendah. Kedua-Duanya tekanan osmotis dan potensi osmotic digunakan sebagai terminologi di (dalam) literatur kultur jaringan dan merupakan padanan kalau tidak mereka adalah kebalikannya. Secara termo-dinamis tekanan turgor sel dianggap sebagai suattu hal yang positif (p). Potensi Air suatu adalah sepadan dengan penjumlahan tentang  keseluruhan osmotic dan tekanan potensial ditambah kekuatam pengikatan air di dalam microcapillaries atau harus mengacuan dengan matriks dinding sel (m).
Ψ cell = Ψs + Ψp + Ψm

Pernyataan yang terbaru tentang tekanan pengisapan yang lebih tua konsep kemudian bahwa perbedaan di dalam potensi air  yaitu arah pergerakan air antara satu sel dengan cairan yang berpindah yaitu :
ÄØ = (Øsinside cell – Øsoutside cell) – Øp or
ÄØ = Ø cell – Øðoutside
and when ÄØ = 0 (at equilibrium)
Øðoutside = Ø cell  

 ‘ A’ dan ‘ B’, dari  potensi air yang berbeda , dirumuskan dengan:
ΔΨ = Ψ cellA – ΨcellB
arah pergerakan osmsis menuju ke arah potensi air yang semakin negatif.

Tekanan potensi Osmotic pada larutan ditentukan oleh konsentrasi jenis zat dan oleh temperatur. Potensi Air suatu medium kultur jaringan tumbuhan (Ψtcm)  adalah setara dengan osmotic potensi campuran yang dihancurkan (Ψs). Tidak ada tekanan yang potensial kecuali , jika mereka ditambahkan, unsur seperti agar dan Gelrite menyokong suatu potensi matrikulasi (Ψm): Ψtcm = Ψs + Ψm
Tekanan osmotis dan potensial air di/terukur dengan ukuran tekanan baku seperti :
1 bar  = 0.987 atm
 = 10 6  dynes cm–2
 = 105 Pa (0.1 MPa = 1 bar).

Sedangkan molaritas digambarkan sebagai jumlah mol suatu unsur di (dalam) satu ukuran metrik suatu larutan ( yaitu. satu ukuran metrik solusi memerlukan kurang dari satu ukuran metrik bahan pelarut), molalitas adalah banyaknya mol setiap kilogram bahan pelarut, dan seperti itu, tidak sama dengan osmotic potensi ( osmolalas, yang di/terukur unit tekanan) adalah tidak terikat pada temperatur. Maka adalah [yang] lebih menyenangkan untuk memberi pengukuran tekanan osmotis di (dalam) osmolalas unit. Osmole ( Osm) digambarkan sebagai:
“Unit osmolalas suatu unsur yang menggunakan suatu tekanan osmotis sepadan dengan itu dari suatu ideal nondissociating unsur yang mempunyai yang  konsentrasi mol zat stiap kilogram bahan pelarut.”
Osmolalas suatu zat melemahkan larutan suatu unsur yang tidak memisahkan ke dalam ion, akan menjadi sama halnya molalitas nya ( yaitu. g jumlah molseriap kilogram bahan pelarut). Osmolalas suatu zat terlarut yang lemah adalah suatu larutan garam, atau garam -garaman, yang mempunyai dengan sepenuhnya dissociated ke dalam ion, akan sama molalitas totalnya dengan ion itu.

Osmotic potensi melemahkan larutan mendekati ke penyamaan Van’T Hoff’S ; Ψ = -cRT; di mana
C = konsentrasi larutani (dalam) mol/litre;
 R= konstanta gas dan
 T= temperatur di (dalam) ° K

 Dari persamaan di atas, pada 0°C satu liter suatu larutanberisi 1 mol dari suatu campuran undissociated, atau 1 mol ion, bisa diharapkan untuk mempunyai suatu osmolalas 1 Osm/Kg, dan suatu potensial osmotic ( air) .
Ψ=  -1 (mole) x 0.082054 (atm /mole/°C)  x 273.16 (°K) = - 22.414 atm
Seperti itu, walaupun dalam praktek Van’T Hoff Penyamaan harus dikoreksi oleh osmotic koefisien, Φ:
Ψ = − Φ cRT (Lang, 1967),
Adalah mungkin untuk memberi mendekati figur untuk mengubah osmolalas ke dalam osmotic unit tekanan potensial. Ini ditunjukkan Tabel 4.3. [Tabel;Meja] ini dapat juga digunakan untuk perkiraan osmotic potensi nondissociating molekul seperti gula atau mannitol.
Dengan begitu pada 25°C, 30 g/l sucrose beratnya molekular 342.3. perlukah menggunakan suatu potensi osmotic:

-2.4789 x  30 / 342,3 = −0.217 Mpa.  Potensiial pengamatan -0.223 Mpa (Table 4.4).

Suatu definisi. Osmotic subtansi – snbtansi larutan dapat sukar untuk menguraikan tanpa pencanpuran. Dalam buku ini, penambahan zat terlarut pada suatu bahan pelarut membuat tekanan osmotic atau potensi air menjadi lebih negatif, hanyalah  buatan osmolalaslarutan meningkat lebih positif, telah dikatakan untuk mengurangi osmotic potensi larutan. medium MS (MICROSOFT) yang berisi 3% sucrose ( osmolalas, ca. 186 mOsm/kg; ca. - 461 kPa pada 25°C) dengan begitu diuraikan seperti mempunyai;nikmati suatu air lebih rendah potensial dibanding medium [dari;ttg] Putih ( 1954) yang dilampirkan dengan 2% sucrose ( osmolalas, ca. 78 mOsm/kg; ca. - 193 kPa pada 25°C).

Tabel 4.3 Faktor dengan osmolalalitas ( Osm/Kg) harus dikalikan untuk menaksir suatu padanan osmotic potensial memaksa unit.


4.2. POTENSIAL OSMOTIC KULTUR  JARINGAN

4.2.1. Total Osmotic Potensial Jaringan
Hampir keseluruhan potensial osmotic suatu medium dalam kaitan dengan unsur yang dihancurkan, dapat dirumuskan
Ψs = Ψ smacronutrients + Ψssugars
Pada saat 3% w/v gula ditambahkan ke dalam media Murashige Dan Skoog ( 1962), osmolalitas suatu saringan persiapan sterilised naik dari 0.096 untuk 0.186 Osm/Kg dan pada 25°C, osmotic potensi medium ber/kurang dari - 0.237 untuk - 0.460 MPA. Gula memiliki pengaruh begitu besar untuk sebagian besar kewajaran potensial osmotic  media kultur tumbuhan. Bahkan tanpa pembalikan ke monosaccharides, penambahan 3% w/v sucrose adalah yang bertanggung untuk lebih empat per lima untuk total potensial osmotic Putih ( 1954).

Kontribusi Gelling Agen.
Potensial Air dari media seleloid dengan 'gel' agar-agar kan lebih negatif dibandingkan dengan suatu medium cairan, dalam kaitan dengan potensi matrikulasi mereka, tetapi komponen ini mungkin secara relatif kecil ( Amador Dan Stewart, 1987). Di dalam bagian yang berikut, potensi matrikulasi media semi-solid yang berisi ca. 6 g/l agar telah diasumsikan untuk;menjadi - 0.01 MPA pada 25°C, tetapi [sebagai/ketika] menambahkan agar ekstra ke media membantu ke arah mencegah hyperhydricas, adalah mungkin bahwa ini sedikit tidak diperhitungkan.
Kontribusi garam nutrient

Ion – ion garam tersusun tidak teratur saat berpisah dilarutkan air, sehingga potensial air dari larutan garam (terutama larutan lemah) tidak tergantung pada molalitas ( atau molarasitas ) dari tentang campuran terpisahkan , tetapi pada di atas molalitas (molarasitas) tentang ion tersebut.Dengan begitu suatu larutan KCL dengan suatu molalitas 0.1, akan mempunyai suatu osmolalasi yang secara teoritis 0.2, sebab solusi [itu] memisahkan ke dalam 0.1 ion K+ dan 0.1 ion Cl–. Osmolalitas suatu solusi larutan garam yang dicampur adalah bergantung pada total molalitas ion di dalam larutan.
Pemisahan tidak mungkin lengkap, terutama ketika beberapa campuran berbeda dihancurkan bersama-sama seperti di media kultur tumbuhan, yang mana suatu alasan lebih lanjut memprediksi potensial air yang dihitung mungkin tidak tepat/tidak jelas. Dalam praktek, osmotic potensi harus ditentukan oleh pengukuran nyata dengan suatu osmometer. Dengan jelas meskipun [demikian], osmotic potensi suatu medium kultur dihubungkan dengan konsentrasi solutes, terutama sekali macronutrients dan gula.
Garam anorganik tersusun tidak teratur di dalam media nutrint, macronutrients menyokong paling besar  terhadap potensial akhir osmotic air oleh karena konsentrasi lebih besar. Osmolalitas dari ini secara relatif melemahkan larutan yang serupa terhadap osmolarasi total ion yang konstituen pada 0°C, dan diperkirakan dapat mempengaruhi dari total molaras macronutrient ion. Dengan begitu berdasar pada macronutrient komposisi nya, suatu cairan Murashige Dan Skoog ( 1962) medium ( tanpa gula) dengan suatu total macronutrient konsentrasi ion 95.75 mM, akan mempunyai suatu osmolalas ca. 0.0958 osmoles ( Osm) saban kilogram bahan pelarut air ( 95.8 mOsm/kg), pada 25°C, suatu osmotic potensi ca. 0.237 MPA ( 237 kPa). Perkiraan osmolalas Tabel 4.4 Osmolalas dan osmotic potensi sucrose solusi pada konsentrasi berbeda.



Kontribusi gula.
Osmolalitas dan potensial osmotic larutan gula dapat dibaca dari Tabel 4.6. daiantaranya mannitol dan sorbitol larutan yang hamper sama molaritasnya akan dapat diperbandingkan. Pada konsentrasi yang atas 3% w/v, potensial osmotic larutan gula adalah dekat dengan molarasitasnya. Itu akan dilihat bahwa potensial osmotic larutan gula di dalam MPA) tentang larutan gula pada 25°C dapat dengan kasar diperkirakan dengan  perkalian [itu]% weight/volume konsentrasi oleh - 0.075: nya monosaccharides fructose, glukosa, mannitol dan sorbitol yang mempunyai suatu bobot molekular yang kira-kira 0.52 kali itu sucrose, lebih lanjut dengan perkalian dengan - 0.14.
Bila ada sucrose di dalam suatu medium menjadi hydrolysed ke dalam monosaccharides, osmotic potensi komponen gula yang dikombinasikan (sucrose+ glukosa+ fructose),(ssugars),akan jadi lebih rendah (lebih negatif) dibanding akan diperkirakan dari Tabel 4.5. Efek dapat dilihat di Tabel 4.6. Dari data ini tampaknya 40-50% tentang sucrose yang ditambahkan ke medium MS (MICROSOFT) oleh Lazzeri et Al. ( 1988) telah dipecah ke dalam monosaccharides selama yang autoclaving. Hidrolisis sucrose oleh invertase plant-derived enzim akan juga mempunyai suatu efek serupa pada [atas] osmotic potensial. Dalam beberapa kultur pengasingan, semua sucrose sisa[nya] medium dibalikkan di dalam 24 h. Suatu sucrose [yang] dibalikkan solusi ingin mempunyai hampir menggandakan potensi yang negatif solusi yang asli, tetapi ketika penampilan glukosa dan fructose oleh hidrolisis enzymatic [yang] pada umumnya terjadi secara bersamaan dengan pengambilan gula oleh jaringan, itu akan cenderung untuk mempunyai suatu menstabilkan efek pada [atas] osmotic potensial sepanjang jalan lintasan suatu kultur. Pengukuran yang dilaporkan osmolalas medium MS (MICROSOFT) yang berisi 3% sucrose, setelah yang autoclaving



BAB III
PENUTUP


A.    Kesimpulan
Kebutuhan nutrisi mineral untuk tanaman yang dikulturkan secara in-vitro pada dasarnya sama dengan kebutuhan hara tanaman yang ditumbuhakan di tanah. Unsur-unsur hara yang dibutuhkan tanaman di lapangan merupakan kebutuhan pokok yang harus tersedia dalam media kultur jaringan. Antara lain adalah unsur hara makro dan unsur hara mikro. Unsur-unsur hara tersebut diberikan dalam bentuk garam-garam mineral. Komposisi media dan perkembangannya didasarkan pada pendekatan masing-masing peneliti (Gunawan, 1992).
Vitamin yang paling sering digunakan dalam media kultur jaringan tanaman adalah thiamine (vitamin B1), nicotinic acid (niacin), pyridoxine (vitamin B6). Thiamine merupakan vitamin yang esensial dalam kultur jaringan tanaman karena thiamine mempengaruhi pertumbuhan dan perkembangan sel. Vitamin C, seperti asam sitrat dan asam askorbat, kadang-kadang digunakan sebagai antioksidan untuk mencegah atau mengurangi pencoklatan atau penghitaman eksplan.
Mio-Inositol atau meso-insitol sering digunakan sebagai salah satu komponen media yang penting, karena terbukti bersinergis dengan zat pengaturtumbuh merangsang pertumbuhan jaringan yang dikulturkan (Yusnita, 2004).
Dalam media kultur jaringan, asam amino merupakan sumber nitrogen organik. Namun sumber N organik ini jarang ditambahkan dalam media kultur jaringan, karena sumber sumber nitrogen utamanya sudah tersedia dari NO3- dan NH4+. Asam amino yang sering digunakan adalah glisin, lysin dan threonine. Penambahan glisin dalam media dengan konsentrasi tertentu dapat melengkapi vitamin sebagai sumber bahan organik (Yusnita, 2004).
Gula digunakan sebagai sumber energi dalam media kultur, karena umumnya bagian tanaman atau eksplan yang dikulturkan tidak autotrof dan mempunyai laju fotosintesis yang rendah. Oleh sebab itu tanaman kultur jaringan membutuhkan karbohidart yang cukup sebagai sumber energi. Menurut Gautheret dalam Gunawan (1992), sukrosa adalah sumber karbohidrat penghasil energi yang terbaik melebihi glukosa, maltosa, rafinosa. Namun jika tidak terdapat sukrosa, sumber karbohidrat tersebut dapat digantikan dengan gula pasir. Gula pasir cukup memenuhi syarat untuk mendukung pertumbuhan kultur. Selain sebagai sumber energi, gula juga berfungsi sebagai tekanan osmotik media.

B.     Saran
-       Dalam pelaksanaan kultur jaringan hendaknya disesuaikan dengan media yang sesuai dengan tanaman.
-       Hendaknya ditingkatkan penelitian tentang media kultur jaringan agar didapatkan suatu tanaman dengan suatu media yang cocok, mengingat peran media sangatlah penting dalam kegiatan kultur jaringan.